electroforesis capilar

La electroforesis capilar ( CE ) es una familia de métodos de separación electrocinética que se realizan en capilares de diámetro submilimétrico y en canales micro y nanofluídicos. Muy a menudo, CE se refiere a la electroforesis de zona capilar ( CZE ), pero otras técnicas electroforéticas , como la electroforesis capilar en gel (CGE), el enfoque isoeléctrico capilar (CIEF), la isotacoforesis capilar y la cromatografía electrocinética micelar (MEKC), también pertenecen a esta clase de métodos. ^{[ 1 ]} En los métodos de CE, los analitos migran a través de soluciones electrolíticas bajo la influencia de un campo eléctrico . Los analitos pueden separarse según la movilidad iónica y/o la partición en una fase alternativa mediante interacciones no covalentes . Además, los analitos pueden concentrarse o "enfocarse" mediante gradientes de conductividad y pH .

La instrumentación necesaria para realizar la electroforesis capilar es relativamente sencilla. En la figura 1 se muestra un esquema básico de un sistema de electroforesis capilar . Los componentes principales del sistema son un vial de muestra, viales de origen y destino, un capilar, electrodos , una fuente de alimentación de alto voltaje , un detector y un dispositivo de salida y procesamiento de datos. El vial de origen, el vial de destino y el capilar se llenan con un electrolito, como una solución tampón acuosa. Para introducir la muestra, la entrada del capilar se coloca en un vial que contiene la muestra. La muestra se introduce en el capilar por acción capilar , presión, sifonamiento o electrocinéticamente, y luego el capilar se devuelve al vial de origen. La migración de los analitos se inicia mediante un campo eléctrico que se aplica entre los viales de origen y destino y que la fuente de alimentación de alto voltaje suministra a los electrodos. En el modo más común de CE, todos los iones, positivos o negativos, son arrastrados a través del capilar en la misma dirección por flujo electroosmótico . Los analitos se separan a medida que migran debido a su movilidad electroforética y se detectan cerca del extremo de salida del capilar. La salida del detector se envía a un dispositivo de salida y procesamiento de datos, como un integrador o una computadora . Los datos se muestran como un electroferograma, que informa la respuesta del detector en función del tiempo . Los compuestos químicos separados aparecen como picos con diferentes tiempos de migración en un electroferograma. ^{[ 2 ]} La técnica se atribuye a menudo a James W. Jorgensen y Krynn DeArman Lukacs, quienes demostraron por primera vez las capacidades de esta técnica. ^{[ 3 ]} La electroforesis capilar fue combinada por primera vez con la espectrometría de masas por Richard D. Smith y colaboradores, y proporciona una sensibilidad extremadamente alta para el análisis de tamaños de muestra muy pequeños. A pesar de los tamaños de muestra muy pequeños (normalmente solo se introducen unos pocos nanolitros de líquido en el capilar), se logra una alta sensibilidad y picos nítidos en parte debido a las estrategias de inyección que dan como resultado una concentración de analitos en una zona estrecha cerca de la entrada del capilar. Esto se logra en inyecciones de presión o electrocinéticas simplemente suspendiendo la muestra en un tampón de menor conductividad ( por ejemplo , menor concentración de sal) que el tampón de corrida. Un proceso llamado apilamiento de muestras amplificado por campo (una forma de isotacoforesis)) da como resultado la concentración del analito en una zona estrecha en el límite entre la muestra de baja conductividad y el tampón de corrida de mayor conductividad.

Para lograr un mayor rendimiento de muestras, se utilizan instrumentos con matrices de capilares para analizar múltiples muestras simultáneamente. Estos instrumentos de electroforesis capilar en matriz (CAE) con 16 o 96 capilares se emplean para la secuenciación de ADN capilar de rendimiento medio a alto, y los extremos de entrada de los capilares están dispuestos espacialmente para aceptar muestras directamente de placas de 96 pocillos con huella estándar SBS. Ciertos aspectos de la instrumentación (como la detección) son necesariamente más complejos que en un sistema de un solo capilar, pero los principios fundamentales de diseño y funcionamiento son similares a los que se muestran en la Figura 1.

La separación por electroforesis capilar puede detectarse mediante diversos dispositivos de detección. La mayoría de los sistemas comerciales utilizan la absorbancia UV o UV-Vis como método principal de detección. En estos sistemas, una sección del propio capilar se utiliza como celda de detección. El uso de la detección en el tubo permite detectar los analitos separados sin pérdida de resolución. En general, los capilares utilizados en electroforesis capilar están recubiertos con un polímero (frecuentemente poliimida o teflón ) para aumentar su flexibilidad. Sin embargo, la porción del capilar utilizada para la detección UV debe ser ópticamente transparente. En el caso de los capilares recubiertos de poliimida, normalmente se quema o raspa un segmento del recubrimiento para obtener una ventana expuesta de varios milímetros de longitud. Esta sección expuesta del capilar puede romperse fácilmente, por lo que existen capilares con recubrimientos transparentes para aumentar la estabilidad de la ventana de la celda. La longitud del recorrido de la celda de detección en electroforesis capilar (~50 micrómetros ) es mucho menor que la de una celda UV tradicional (~1 cm ). Según la ley de Beer-Lambert , la sensibilidad del detector es proporcional a la longitud del recorrido de la celda. Para mejorar la sensibilidad, se puede aumentar la longitud del recorrido, aunque esto conlleva una pérdida de resolución. El tubo capilar se puede expandir en el punto de detección, creando una "celda de burbujas" con una longitud de recorrido mayor, o se puede añadir tubería adicional en el punto de detección, como se muestra en la figura 2. Sin embargo, ambos métodos disminuirán la resolución de la separación. ^{[ 4 ]} Esta disminución es casi imperceptible si se produce un aneurisma liso en la pared de un capilar mediante calentamiento y presurización, ya que se puede preservar el flujo pistón . Este invento de Gary Gordon , patente estadounidense 5061361, triplica típicamente la longitud del recorrido de absorbancia. Cuando se utiliza con un detector de absorbancia UV, la sección transversal más amplia del analito en la celda permite un haz de iluminación dos veces mayor, lo que reduce el ruido de disparo a la mitad. En conjunto, estos dos factores aumentan la sensibilidad del detector de electroforesis capilar de celda de burbujas de Agilent Technologies seis veces en comparación con uno que utiliza un capilar recto. Esta celda y su fabricación se describen en la página 62 del número de junio de 1995 de la revista Hewlett-Packard Journal .

La detección por fluorescencia también puede utilizarse en electroforesis capilar para muestras que fluorescen naturalmente o que han sido modificadas químicamente para contener marcadores fluorescentes . Este modo de detección ofrece alta sensibilidad y selectividad mejorada para estas muestras, pero no puede utilizarse para muestras que no fluorescen. Se utilizan numerosas estrategias de marcaje para crear derivados fluorescentes o conjugados de moléculas no fluorescentes, incluidas proteínas y ADN. La configuración para la detección por fluorescencia en un sistema de electroforesis capilar puede ser compleja. El método requiere que el haz de luz se enfoque en el capilar, lo que puede ser difícil para muchas fuentes de luz. ^{[ 4 ]} La fluorescencia inducida por láser se ha utilizado en sistemas CE con límites de detección tan bajos como 10 ⁻¹⁸ a 10 ⁻²¹ mol. La sensibilidad de la técnica se atribuye a la alta intensidad de la luz incidente y a la capacidad de enfocar con precisión la luz en el capilar. ^{[ 2 ]} La detección de fluorescencia multicolor se puede lograr incluyendo múltiples espejos dicroicos y filtros de paso de banda para separar la emisión de fluorescencia entre múltiples detectores ( por ejemplo, tubos fotomultiplicadores ), o utilizando un prisma o rejilla para proyectar la emisión de fluorescencia resuelta espectralmente sobre un detector sensible a la posición, como una matriz CCD . Los sistemas CE con sistemas de detección LIF de 4 y 5 colores se utilizan de forma rutinaria para aplicaciones de secuenciación de ADN capilar y genotipado (" huella genética "). ^{[ 5 ] [ 6 ]}

Para obtener la identidad de los componentes de la muestra, la electroforesis capilar se puede acoplar directamente con espectrómetros de masas o espectroscopia Raman mejorada en superficie (SERS). En la mayoría de los sistemas, la salida del capilar se introduce en una fuente de iones que utiliza ionización por electrospray (ESI). Los iones resultantes se analizan luego mediante el espectrómetro de masas. Esta configuración requiere soluciones tampón volátiles , lo que afectará el rango de modos de separación que se pueden emplear y el grado de resolución que se puede lograr. ^{[ 4 ]} La medición y el análisis se realizan principalmente con un equipo especializado.

Para CE-SERS, los eluyentes de electroforesis capilar se pueden depositar sobre un sustrato activo SERS. Los tiempos de retención de los analitos se pueden convertir en distancia espacial moviendo el sustrato activo SERS a una velocidad constante durante la electroforesis capilar. Esto permite aplicar la técnica espectroscópica posterior a eluyentes específicos para su identificación con alta sensibilidad. Se pueden elegir sustratos activos SERS que no interfieran con el espectro de los analitos. ^{[ 7 ]}

La separación de compuestos mediante electroforesis capilar depende de la migración diferencial de los analitos en un campo eléctrico aplicado. La velocidad de migración electroforética ( ) de un analito hacia el electrodo de carga opuesta es: ${\displaystyle u_{p}}$

${\displaystyle u_{p}=\mu _{p}E\,}$

La movilidad electroforética se puede determinar experimentalmente a partir del tiempo de migración y la intensidad del campo:

${\displaystyle \mu _{p}=\left({\frac {L}{t_{r}}}\right)\left({\frac {L_{t}}{V}}\right)}$

donde es la distancia desde la entrada hasta el punto de detección, es el tiempo requerido para que el analito llegue al punto de detección (tiempo de migración), es el voltaje aplicado (intensidad del campo) y es la longitud total del capilar. ^{[ 4 ]} Dado que solo los iones cargados se ven afectados por el campo eléctrico, los analitos neutros se separan mal mediante electroforesis capilar. ${\displaystyle L}$${\displaystyle t_{r}}$${\displaystyle V}$${\displaystyle L_{t}}$

La velocidad de migración de un analito en la electroforesis capilar también dependerá de la velocidad del flujo electroosmótico (EOF) de la solución tampón. En un sistema típico, el flujo electroosmótico se dirige hacia el cátodo cargado negativamente , de modo que el tampón fluye a través del capilar desde el vial de origen hasta el vial de destino. Separados por diferentes movilidades electroforéticas, los analitos migran hacia el electrodo de carga opuesta. ^{[ 2 ]} Como resultado, los analitos cargados negativamente son atraídos hacia el ánodo cargado positivamente , en sentido contrario al EOF, mientras que los analitos cargados positivamente son atraídos hacia el cátodo , en concordancia con el EOF, como se muestra en la figura 3 .

La velocidad del flujo electroosmótico se puede escribir como: ${\displaystyle u_{o}}$

${\displaystyle u_{o}=\mu _{o}E}$

donde se encuentra la movilidad electroosmótica, que se define como: ${\displaystyle \mu _{o}}$

${\displaystyle \mu _{o}={\frac {\epsilon \zeta }{\eta }}}$

donde es el potencial zeta de la pared capilar y es la permitividad relativa de la solución tampón. Experimentalmente, la movilidad electroosmótica se puede determinar midiendo el tiempo de retención de un analito neutro. ^{[ 4 ]} La velocidad ( ) de un analito en un campo eléctrico se puede definir entonces como: ${\displaystyle \zeta }$${\displaystyle \epsilon }$${\displaystyle u}$

${\ Displaystyle u_ {p} + u_ {o} = (\ mu _ {p} + \ mu _ {o}) E}$

Dado que el flujo electroosmótico de la solución tampón es generalmente mayor que la movilidad electroforética de los analitos, todos los analitos son arrastrados junto con la solución tampón hacia el cátodo. Incluso los aniones pequeños con triple carga pueden ser redirigidos al cátodo por el flujo electroosmótico relativamente potente de la solución tampón. Los analitos con carga negativa se retienen durante más tiempo en el capilar debido a sus movilidades electroforéticas opuestas. ^{[ 2 ]} El orden de migración observado por el detector se muestra en la figura 3 : los cationes pequeños con carga múltiple migran rápidamente y los aniones pequeños con carga múltiple se retienen fuertemente. ^{[ 4 ]}

El flujo electroosmótico se observa cuando se aplica un campo eléctrico a una solución en un capilar con cargas fijas en su pared interior. La carga se acumula en la superficie interna del capilar al introducir una solución tampón en su interior. En un capilar de sílice fundida, los grupos silanol (Si-OH) unidos a la pared interior se ionizan a grupos silanoato (Si-O⁻) con carga negativa ^a valores de pH superiores a tres. La ionización de la pared del capilar puede potenciarse haciendo pasar primero una solución básica, como NaOH o KOH, a través del capilar antes de introducir la solución tampón. Atraídos por los grupos silanoato con carga negativa, los cationes con carga positiva de la solución tampón formarán dos capas internas de cationes (denominadas doble capa difusa o doble capa eléctrica) en la pared del capilar, como se muestra en la figura 4. La primera capa se denomina capa fija porque está firmemente unida a los grupos silanoato. La capa externa, denominada capa móvil, se encuentra más alejada de los grupos silanoato. La capa de cationes móviles es atraída hacia el cátodo cargado negativamente cuando se aplica un campo eléctrico. Dado que estos cationes están solvatados , la solución tampón migra con la capa móvil, lo que provoca el flujo electroosmótico de la solución tampón. Otros capilares, incluidos los de teflón , también presentan flujo electroosmótico. El flujo electroosmótico de estos capilares probablemente se deba a la adsorción de los iones cargados eléctricamente del tampón en las paredes del capilar. ^{[ 2 ]} La velocidad del flujo electroosmótico depende de la intensidad del campo y de la densidad de carga de la pared del capilar. La densidad de carga de la pared es proporcional al pH de la solución tampón. El flujo electroosmótico aumentará con el pH hasta que todos los silanoles disponibles que recubren la pared del capilar estén completamente ionizados. ^{[ 4 ]}

En ciertas situaciones donde el fuerte flujo electroosmótico hacia el cátodo es indeseable, la superficie interna del capilar puede recubrirse con polímeros, surfactantes o moléculas pequeñas para reducir la electroósmosis a niveles muy bajos, restaurando la dirección normal de migración (aniones hacia el ánodo, cationes hacia el cátodo). La instrumentación CE normalmente incluye fuentes de alimentación con polaridad reversible, lo que permite que el mismo instrumento se utilice en modo "normal" (con EOF y detección cerca del extremo catódico del capilar) y en modo "inverso" (con EOF suprimido o invertido, y detección cerca del extremo anódico del capilar). Uno de los enfoques más comunes para suprimir el EOF, informado por Stellan Hjertén en 1985, es crear una capa unida covalentemente de poliacrilamida lineal . ^{[ 8 ]} La superficie de sílice del capilar se modifica primero con un reactivo de silano que contiene un grupo vinilo polimerizable ( por ejemplo , 3-metacriloxipropiltrimetoxisilano), seguido de la introducción de un monómero de acrilamida y un iniciador de radicales libres . La acrilamida se polimeriza in situ , formando largas cadenas lineales, algunas de las cuales se unen covalentemente al reactivo de silano unido a la pared. Existen numerosas otras estrategias para la modificación covalente de superficies capilares. Los recubrimientos dinámicos o adsorbidos (que pueden incluir polímeros o moléculas pequeñas) también son comunes. ^{[ 9 ]} Por ejemplo, en la secuenciación capilar de ADN, el polímero de tamizado (típicamente polidimetilacrilamida) suprime el flujo electroosmótico a niveles muy bajos. ^{[ 10 ]} Además de modular el flujo electroosmótico, los recubrimientos de la pared capilar también pueden servir para reducir las interacciones entre analitos "pegajosos" (como proteínas) y la pared capilar. Estas interacciones entre la pared y el analito, si son graves, se manifiestan como una reducción de la eficiencia del pico, picos asimétricos (con cola) o incluso la pérdida total del analito en la pared del capilar.

El número de platos teóricos, o eficiencia de separación, en la electroforesis capilar viene dado por:

${\displaystyle N={\frac {\mu V}{2D_{m}}}}$

donde es el número de platos teóricos , es la movilidad aparente en el medio de separación y es el coeficiente de difusión del analito. Según esta ecuación, la eficiencia de separación solo está limitada por la difusión y es proporcional a la intensidad del campo eléctrico, aunque consideraciones prácticas limitan la intensidad del campo eléctrico a varios cientos de voltios por centímetro. La aplicación de potenciales muy altos (>20-30 kV) puede provocar arcos eléctricos o la ruptura del capilar. Además, la aplicación de campos eléctricos fuertes produce calentamiento resistivo (calentamiento Joule) del tampón en el capilar. A intensidades de campo suficientemente altas, este calentamiento es lo suficientemente fuerte como para que se desarrollen gradientes de temperatura radiales dentro del capilar. Dado que la movilidad electroforética de los iones generalmente depende de la temperatura (debido tanto a la ionización dependiente de la temperatura como a los efectos de la viscosidad del disolvente), un perfil de temperatura no uniforme produce una variación de la movilidad electroforética a lo largo del capilar y una pérdida de resolución. El inicio de un calentamiento Joule significativo se puede determinar construyendo una "gráfica de la Ley de Ohm", donde la corriente a través del capilar se mide en función del potencial aplicado. A campos bajos, la corriente es proporcional al potencial aplicado ( Ley de Ohm ), mientras que a campos más altos la corriente se desvía de la línea recta a medida que el calentamiento produce una disminución de la resistencia del tampón. La mejor resolución se obtiene típicamente en la intensidad de campo máxima para la cual el calentamiento Joule es insignificante ( es decir, cerca del límite entre los regímenes lineal y no lineal de la gráfica de la Ley de Ohm). Generalmente, los capilares de menor diámetro interno permiten el uso de intensidades de campo más altas, debido a una mejor disipación de calor y menores gradientes térmicos en comparación con los capilares más grandes, pero con los inconvenientes de una menor sensibilidad en la detección de absorbancia debido a la menor longitud del recorrido y una mayor dificultad para introducir el tampón y la muestra en el capilar (los capilares pequeños requieren mayor presión y/o tiempos más prolongados para forzar el paso de los fluidos a través del capilar). ${\displaystyle N}$${\displaystyle \mu }$${\displaystyle D_{m}}$

La eficiencia de las separaciones por electroforesis capilar suele ser mucho mayor que la de otras técnicas de separación como la HPLC . A diferencia de la HPLC, en la electroforesis capilar no hay transferencia de masa entre fases. ^{[ 4 ]} Además, el perfil de flujo en los sistemas impulsados ​​por EOF es plano, en lugar del perfil de flujo laminar redondeado característico del flujo impulsado por presión en las columnas de cromatografía, como se muestra en la figura 5. Como resultado, el EOF no contribuye significativamente al ensanchamiento de banda como en la cromatografía impulsada por presión. Las separaciones por electroforesis capilar pueden tener varios cientos de miles de platos teóricos. ^{[ 11 ]}

La resolución ( ) de las separaciones por electroforesis capilar se puede escribir como: ${\displaystyle R_{s}}$

${\displaystyle R_{s}={\frac {1}{4}}\left({\frac {\triangle \mu _{p}{\sqrt {N}}}{\mu _{p}+\mu _{o}}}\right)}$

Según esta ecuación, la resolución máxima se alcanza cuando las movilidades electroforética y electroosmótica son similares en magnitud y de signo opuesto. Además, se observa que una alta resolución requiere una menor velocidad y, por consiguiente, un mayor tiempo de análisis. ^{[ 4 ]}

Además de la difusión y el calentamiento Joule (discutidos anteriormente), los factores que pueden disminuir la resolución en la electroforesis capilar con respecto a los límites teóricos en la ecuación anterior incluyen, pero no se limitan a, los anchos finitos del tapón de inyección y la ventana de detección; las interacciones entre el analito y la pared del capilar; las no idealidades instrumentales como una ligera diferencia en la altura de los depósitos de fluido que conduce al sifón; irregularidades en el campo eléctrico debido, por ejemplo, a extremos capilares cortados imperfectamente; el agotamiento de la capacidad amortiguadora en los depósitos; y la electrodispersión (cuando un analito tiene una conductividad mayor que el electrolito de fondo). ^{[ 12 ]} Identificar y minimizar las numerosas fuentes de ensanchamiento de banda es clave para el desarrollo exitoso del método en electroforesis capilar, con el objetivo de acercarse lo más posible al ideal de resolución limitada por difusión.

La electroforesis capilar puede utilizarse para la determinación simultánea de los iones NH ₄ ^+, , Na ⁺ , K ⁺ , Mg ²⁺ y Ca ²⁺ en la saliva . ^{[ 13 ]}

Una de las principales aplicaciones de la CE en la ciencia forense es el desarrollo de métodos para la amplificación y detección de fragmentos de ADN mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), lo que ha propiciado avances rápidos y significativos en el análisis forense de ADN. Las separaciones de ADN se realizan utilizando capilares de sílice fundida de 50 mm de diámetro, rellenos con un tampón de tamizado. Estos capilares presentan una excelente capacidad de disipación de calor, lo que permite utilizar campos eléctricos mucho más intensos que en la electroforesis en gel plano. Por lo tanto, las separaciones en capilares son rápidas y eficientes. Además, los capilares se pueden rellenar y cambiar fácilmente para inyecciones eficientes y automatizadas. La detección se produce mediante fluorescencia a través de una ventana grabada en el capilar. Existen instrumentos tanto de un solo capilar como de matriz de capilares, con sistemas de matriz capaces de procesar 16 o más muestras simultáneamente para un mayor rendimiento. ^{[ 14 ]}

Una de las principales aplicaciones de la CE por parte de los biólogos forenses es la tipificación de STR a partir de muestras biológicas para generar un perfil a partir de marcadores genéticos altamente polimórficos que difieren entre individuos. Otras aplicaciones emergentes de la CE incluyen la detección de fragmentos específicos de ARNm para ayudar a identificar el origen biológico (fluido o tejido) de una muestra forense. ^{[ 15 ]}

Otra aplicación de la CE en la ciencia forense es el análisis de tintas, donde el análisis de tintas de impresión de inyección de tinta se está volviendo más necesario debido a la creciente falsificación de documentos impresos con impresoras de inyección de tinta. La composición química de las tintas proporciona información muy importante en casos de documentos fraudulentos y billetes falsificados. La cromatografía capilar electroforética micelar (MECC) se ha desarrollado y aplicado al análisis de tintas extraídas del papel. Debido a su alto poder de resolución en relación con tintas que contienen varias sustancias químicamente similares, también se pueden distinguir las diferencias entre tintas del mismo fabricante. Esto la hace adecuada para evaluar el origen de los documentos basándose en la composición química de las tintas. Cabe destacar que, debido a la posible compatibilidad del mismo cartucho con diferentes modelos de impresora, la diferenciación de tintas en función de sus perfiles electroforéticos MECC es un método más fiable para determinar el cartucho de tinta de origen (su fabricante y número de cartucho) que el modelo de impresora de origen. ^{[ 16 ]}

Un tipo especializado de CE, la electroforesis capilar de afinidad (ACE), utiliza interacciones de unión intermoleculares para comprender las interacciones proteína-ligando. ^{[ 17 ]} Las compañías farmacéuticas utilizan ACE por multitud de razones, siendo una de las principales las constantes de asociación/unión para fármacos y ligandos o fármacos y ciertos sistemas de vehículos como las micelas . Es una técnica ampliamente utilizada debido a su simplicidad, resultados rápidos y bajo uso de analito. ^{[ 18 ]} El uso de ACE puede proporcionar detalles específicos en la unión, separación y detección de analitos y ha demostrado ser altamente práctico para estudios en ciencias de la vida. La electroforesis capilar de afinidad basada en aptámeros se utiliza para el análisis y modificaciones de reactivos de afinidad específicos. Los aptámeros modificados idealmente exhiben una alta afinidad de unión, especificidad y resistencia a las nucleasas. ^{[ 19 ]} Ren et al. Se incorporaron nucleótidos modificados en aptámeros para introducir nuevas características de confrontación e interacciones de alta afinidad a partir de las interacciones hidrofóbicas y polares entre IL-1α y el aptámero. ^{[ 20 ]} Huang et al. utiliza ACE para investigar las interacciones proteína-proteína mediante aptámeros. Un aptámero de unión a α-trombina se marcó con 6-carboxifluoresceína para su uso como sonda fluorescente selectiva y se estudió para dilucidar información sobre los sitios de unión para las interacciones proteína-proteína y proteína-ADN. ^{[ 21 ]}

La electroforesis capilar (EC) se ha convertido en un método importante y rentable para la secuenciación de ADN , que proporciona información de secuenciación de alta precisión y rendimiento. Woolley y Mathies utilizaron un chip de EC para secuenciar fragmentos de ADN con una precisión del 97 % y una velocidad de 150 bases en 540 segundos. ^{[ 22 ]} Utilizaron un formato de detección y etiquetado de cuatro colores para recopilar datos de fluorescencia. La fluorescencia se utiliza para visualizar las concentraciones de cada parte de la secuencia de ácido nucleico (A, T, C y G), y estos picos de concentración, representados gráficamente a partir de la detección, se utilizan para determinar la secuencia del ADN. ^{[ 22 ]}

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