Marnaviridae es una familia de virus de ARN de cadena positiva del orden Picornavirales que infectan a diversos protistas marinos fotosintéticos. [ 2 ] Los miembros de esta familia poseen cápsides icosaédricas sin envoltura. La replicación ocurre en el citoplasma y causa la lisis de la célula huésped. La primera especie de esta familia aislada es el virus de ARN de Heterosigma akashiwo (HaRNAV) del género Marnavirus , [ 3 ] que infecta al alga rafidófita tóxica formadora de floraciones, Heterosigma akashiwo . [ 4 ] Hasta 2021, existen veinte especies distribuidas en siete géneros dentro de esta familia, así como muchas otras secuencias virales relacionadas descubiertas mediante secuenciación metagenómica que aún no han sido clasificadas. [ 5 ]
Las interacciones entre los miembros de la familia Marnaviridae y sus huéspedes tienen una importancia notable en la ecología marina y también son relevantes dentro de la industria acuícola. Se sabe que el haRNAV y los virus de Bacillarnavirus desempeñan un papel en la regulación de la dinámica y la composición de las floraciones de sus huéspedes. [ 6 ] [ 7 ] Se ha sugerido que una secuencia no clasificada, Baishivirus, es el posible patógeno de la enfermedad de la postlarva de vidrio, que es prevalente en la acuicultura de camarones. [ 8 ] Los virus detectados en una especie de langostino cultivado que había sido afectada por la enfermedad del retraso del crecimiento también se han clasificado en Marnaviridae. [ 9 ]
Historia
El nombre " marnaviridae " se basa en su tipo de genoma (virus de ARN - rnaviridae ), junto con el prefijo "ma" derivado de la palabra latina mare (mar). [ 10 ]
La familia se propuso tras el descubrimiento de un virus de ARN (HaRNAV) que infecta a H. akashiwo frente a la costa de la Columbia Británica , que fue el primer informe de un virus de ARN monocatenario capaz de causar lisis celular en el fitoplancton. [ 6 ]
El HaRNAV se aisló del agua recolectada en el estrecho de Georgia, en la Columbia Británica , Canadá, a partir de un conjunto concentrado de virus que utilizaba el huésped H. akashiwo (NEPCC 522). [ 6 ] No debe confundirse con otros dos virus no relacionados que infectan a este huésped: el virus H. akashiwo 01 (HaV-1, aislado: HaV53) del género Raphidovirus y el virus de inclusión nuclear de Heterosigma akashiwo (HaNIV). [ 11 ]
La familia Marnaviridae existió durante varios años con Marnavirus como único género y HaRNAV como única especie. Tras el uso de análisis metagenómicos en las secuencias de aminoácidos de las proteínas de la cápside y los dominios RdRp de virus del orden Picornavirales , se descubrió que Marnaviridae contenía una mayor variedad de virus clasificados bajo ella. Los virus Labyrnavirus y Bacillarnavirus, previamente no asignados , también fueron clasificados como géneros dentro de Marnaviridae . [ 10 ]
Estudios metagenómicos adicionales han arrojado 653 secuencias similares a Marnavirus , [ 12 ] lo que impulsó la propuesta de una reorganización taxonómica para incorporar los nuevos datos en los marcos existentes. [ 13 ]
Taxonomía
Se reconocen los siguientes géneros: [ 14 ]
Clasificación
Si bien Marnaviridae presenta varias características similares a las de otros virus del orden más amplio Picornavilares , los miembros de Marnaviridae se clasifican mediante el análisis de la secuencia de aminoácidos de la RdRp. [ 5 ] Los siete géneros de Marnaviridae se designan en función del análisis de las secuencias de la ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRp) y las secuencias de aminoácidos de la cápside, [ 10 ] y las especies se enumeran bajo cada género. [ 5 ]
- Las especies de Bacillarnavirus comparten entre el 57,8 % y el 64,4 % de las secuencias de aminoácidos de RdRp y entre el 29,1 % y el 33,4 % de las secuencias de aminoácidos de la cápside, al compararlas entre sí dentro del género Bacillarnavirus. Al compararlas con otros géneros de la familia, comparten entre el 23,8 % y el 47,8 % de las secuencias de RdRp y entre el 18,3 % y el 29,4 % de las secuencias de la cápside. [ 10 ]
- El Kusarnavirus comparte entre el 25,4 % y el 48,2 % de las secuencias de RdRp y entre el 21,7 % y el 47,9 % de las secuencias de la cápside con otros géneros de la familia.
- Labyrnavirus comparte entre un 22,4 % y un 33,6 % de identidades de RdRp y entre un 17,1 % y un 22,5 % de secuencias de cápside. Es un taxón de ramificación profunda. [ 10 ]
- Las especies de Locarnavirus comparten entre un 52,4 % y un 59,1 % de identidad en sus secuencias de RdRp y entre un 32,2 % y un 38,3 % en sus secuencias de cápside, al compararlas entre sí dentro del género Locarnavirus . Al compararlas con otros géneros de la familia, comparten entre un 24,0 % y un 48,2 % de RdRp y entre un 17,2 % y un 27,4 % de secuencias de cápside.
- Marnavirus comparte entre un 22,4 % y un 30,3 % de identidad en la secuencia de aminoácidos de RdRp y entre un 18,5 % y un 26,4 % en las secuencias de la cápside. Es el taxón más divergente y con mayor ramificación dentro de la familia. [ 10 ]
- Las especies de Salisharnavirus comparten entre el 35,6 % y el 63,6 % de las secuencias de RdRp y entre el 24,9 % y el 34,4 % de las secuencias de la cápside, al compararlas entre sí dentro del género Salisharnavirus . Al compararlas con otros géneros de la familia, comparten entre el 24,3 % y el 47,2 % de las secuencias de RdRp y entre el 18,2 % y el 31,5 % de las secuencias de la cápside.
- Las especies de Sogarnavirus comparten entre el 48,8 % y el 77,0 % de las secuencias de RdRp y entre el 27,6 % y el 59,0 % de las secuencias de la cápside, al compararlas entre sí dentro del género Sogarnavirus . Al compararlas con otros géneros de la familia, comparten entre el 24,3 % y el 47,2 % de las secuencias de RdRp y entre el 17,1 % y el 47,9 % de las secuencias de la cápside.
Además, se han identificado 653 secuencias virales (mediante análisis metagenómico ) que posiblemente pertenecen a la familia Marnaviridae . Sin embargo, estas secuencias no están asignadas a ninguno de los géneros existentes. [ 12 ]
Características
Estructura




Los viriones de Marnaviridae no están envueltos, tienen geometrías icosaédricas y simetría T=pseudo3. Las partículas virales tienen un diámetro de 22-35 nm. La cápside consta de tres proteínas principales de la cápside (MCP: VP1, VP2, VP3), cada una con un pliegue de rollo de gelatina . La mayoría de las especies también codifican una proteína menor de la cápside (mCP: VP4). Todas las VP están compuestas de láminas β y hélices α, que se encuentra alrededor de los ejes de simetría quíntuple en el interior de la cápside. [ 16 ]
Se han determinado las estructuras del virus de ARN de Chaetoceros socialis forma radians 1 (CsfrRNAV01, Bacillarnavirus ) y del virus de ARN de Chaetoceros tenuissimus tipo II (CtenRNAVII, Sogarnavirus ). En ambas especies, VP1 rodea los ejes de simetría quíntuple, mientras que VP2 y VP3 forman los ejes de simetría doble y triple. Los pliegues de tipo "rollo de gelatina" en las MCP no son canónicos: VP1 tiene nueve hebras β, mientras que VP2 y VP3 tienen siete. VP1 también contiene un bucle EF único conectado a la hebra β adicional en el pliegue de "rollo de gelatina", que sobresale de la superficie de la partícula viral. VP1 también presenta un bucle CD que oculta la estructura del cañón que se une a los receptores del huésped en la familia relacionada Picornaviridae . [ 16 ] A diferencia de otras especies, VP4 no está presente en la cápside de CsfrRNAV01, aunque el gen correspondiente todavía existe. [ 17 ]
genoma
Los genomas de Marnaviridae consisten en ARN monocatenario lineal, no segmentado y de sentido positivo, de 8,6 a 9,6 kb de longitud. [ 15 ] El ARN genómico generalmente contiene uno o dos marcos de lectura abiertos (ORF) que pueden superponerse. En las especies cuyos genomas tienen dos ORF, ORF1 codifica proteínas implicadas en la replicación (ARN helicasa, RdRp) y una proteasa de cisteína que escinde la poliproteína, mientras que ORF2 codifica proteínas estructurales. [ 18 ] Los genomas también contienen sitios de entrada ribosómica interna (IRES) en regiones intergénicas y en el extremo 5'. El extremo 3' del genoma contiene una cola de poli(A). [ 5 ]
Una excepción a la organización genómica típica de Marnaviridae es el virus de ARN monocatenario Aurantiochytrium 01 (AuRNAV01), que tiene un tercer ORF que codifica una proteína de función desconocida. [ 19 ] En AuRNAV01, se cree que los ORF 2 y 3 se traducen a partir de ARN subgenómico en lugar de utilizar un IRES.
Interacciones del huésped
Ciclo vital
Varias especies de fitoplancton marino sirven como huéspedes para miembros de la familia Marnaviridae . La entrada del virus se produce mediante la penetración en la célula huésped. Se postula que los bucles EF, CD y E1E2 interactúan con los receptores del huésped para desencadenar la entrada viral. [ 17 ]
La replicación ocurre en el citoplasma y depende de la RdRp viral. [ 14 ] El genoma de ARN de sentido positivo se traduce directamente para producir proteínas virales. [ 14 ] Después de un período de latencia de entre 8 y 48 horas, se observa que las células huésped experimentan síntomas citopáticos como hinchazón del retículo endoplasmático, formación de vacuolas, aparición de materia fibrosa en partes vacuoladas de la célula y deterioro del citoplasma. [ 14 ] Las partículas virales se acumulan en el citoplasma y pueden formar matrices cristalinas o agregados aleatorios. [ 18 ] El virus luego sale de la célula huésped mediante movimiento viral guiado por túbulos y los viriones se liberan por lisis celular. [ 15 ] Los tamaños de estallido difieren mucho entre especies y varían de 66 a 10 6 . [ 14 ] Como las células infectadas se lisan poco después de mostrar signos de infección, las proporciones de células infectadas en el ambiente permanecen bajas. [ 20 ]
Marnavirus
Virus de ARN de Heterosigma akashiwo (HaRNAV)
HaRNAV es el primer virus identificado en la familia Marnaviridae . [ 4 ] Cuando el virus infecta a H. akashiwo , un alga tóxica formadora de floraciones, se replica dentro del citoplasma de su huésped y se distribuye individualmente o en grupos formando estructuras cristalinas. Dentro de las que se alinean en estructuras cristalinas, las partículas seccionadas muestran que están empaquetadas de forma completa (electrónicamente densas) o incompleta (en forma de anillo). Una vez infectadas, las células del huésped presentan síntomas como hinchazón del retículo endoplasmático, desintegración y vacuolización del citoplasma, así como la aparición de material fibroso en esas áreas vacuoladas.
Se sabe que el haRNAV puede infectar múltiples cepas de H. akashiwo en el Océano Pacífico, concretamente 3 cepas (NEPCC 102, NEPCC 522, NEPCC 764) de la región del Pacífico Nororiental y 2 cepas (H93616, H94608) de Japón. Cabe destacar que el haRNAV infecta cepas de H. akashiwo diferentes a las de otros virus de H. akashiwo , lo que sugiere una coexistencia, con un rango de hospedadores ligeramente distinto para cada virus. Las células de H. akashiwo también demuestran mayor resistencia viral tras el colapso de la floración, lo que sugiere que las cepas de H. akashiwo pueden cambiar a lo largo de la floración algal, proceso que está regulado por los virus. [ 6 ]
bacilarnavirus
Virus ARN Chaetoceros tenuissimus 01
CtenRNAV01 infecta a la diatomea formadora de floraciones Chaetoceros tenussimus Meunier. Fue aislada por primera vez de la cepa 2-10, pero puede infectar a otras cepas de la misma especie. Las células huésped en fase estacionaria son más susceptibles al virus que las células en fase logarítmica. [ 18 ] La susceptibilidad del huésped también se ve afectada por la temperatura, siendo varias cepas más susceptibles a temperaturas superiores a 20 °C. Sin embargo, la cepa 2-10 es más susceptible por debajo de 20 °C, lo cual no es óptimo para el crecimiento del huésped. [ 21 ] También se ha demostrado que la limitación de hierro reduce las tasas de infección viral. [ 22 ] La infección en fase estacionaria y la lisis de las células huésped inducida por el virus también se ven afectadas por bacterias de los géneros Nautella, Polaribacter y Sulitobacter que coexisten con la diatomea huésped en el medio marino. [ 23 ] Se cree que este es un mecanismo que permite a las especies de diatomeas susceptibles sobrevivir a las infecciones virales.
Chaetoceros socialis forma radians virus ARN 1
La diatomea C. socialis es el huésped natural de CsfrRNAV01. La infección con el virus induce la formación de esporas en las células del huésped, y las esporas formadas tardan más en germinar que las esporas inducidas por la limitación de nutrientes del huésped. Aunque el ARN viral está presente en estas esporas, las que germinan no son capaces de producir partículas virales infecciosas. [ 24 ]
Sogarnavirus
Virus ARN Chaetoceros tenuissimus tipo II
Al igual que CtenRNAV01, CtenRNAVII se aisló por primera vez de la cepa 2-10 de C. tenussimus Meunier; sin embargo, también es capaz de infectar al menos a otras 4 especies de Chaetoceros . [ 25 ] Es la única especie de Marnaviridae identificada hasta el momento que ha demostrado un rango de hospedadores tan amplio.
Virus no asignados
Dada la naturaleza del análisis metavirómico, es difícil determinar el rango exacto de hospedadores de estos virus. Sin embargo, dado que las especies pertenecen a Marnaviridae , y al comparar los códigos genéticos de otros grupos de virus en el conjunto de Yangshan, se ha inferido que estos virus probablemente infectan eucariotas unicelulares. [ 12 ]
equinodermos
Mediante un estudio que buscaba investigar la diversidad de los virus de ARN que infectan especies dentro del filo Echinodermata , se analizaron los transcriptomas y metagenomas virales de 38 especies de equinodermos, con representación de especies de las cinco clases de equinodermos, y se categorizaron en sus respectivas familias y géneros. A partir de este análisis, se encontró que de los contigs virales recuperados, más de la mitad se clasificaron dentro del orden viral Picornavirales , con el mayor número de picornavirus ubicados en la familia Marnaviridae . [ 26 ] Este hallazgo sugiere que los protistas, como los simbiontes, que están afiliados a los equinodermos son infectados por Marnaviridae , o que los miembros de esta familia viral son capaces de infectar una gama más amplia de huéspedes que los eucariotas unicelulares que inicialmente se sabía que infectaban.
Mecanismos de unión a receptores específicos del huésped
Los Marnaviridae utilizan un rango limitado de huéspedes, ya que lisan sus especies hospedadoras, lo que se cree que está relacionado con un mecanismo de unión a receptores único de la familia. [ 17 ] En pruebas que involucran la especie Chaetoceros socialis forma radians RNA virus (CsfrRNAV), se analizaron cápsides completas y vacías por su estructura atómica, lo que permitió identificar características estructurales comunes y diversas de la superficie de la proteína VP1 entre diferentes especies de virus de Marnaviridae . [ 17 ]
A diferencia de los virus de la familia Picornaviridae , los Marnaviridae poseen un bucle EF adicional, lo que implica el uso de un mecanismo de unión al receptor único. También se encontraron posibles sitios de unión para huéspedes algales en los bucles E1, E2 y /o CD, los cuales podrían desempeñar un papel fundamental en su singular mecanismo de unión al receptor. [ 17 ]
En el análisis estructural de los mapas de crio-EM y los modelos atómicos de la cápside, se utilizó PyMOL 1.4 para obtener la desviación cuadrática media (RMSD) por residuo, que proporcionó un valor para la diversidad estructural. El análisis de las proteínas estructurales VP1, VP2 y VP3 sugirió que VP1 era responsable de la especificidad del virus para el huésped, y se basó en la diversidad de la proteína VP1. [ 17 ]
Al observar una filogenia estructural de Marnaviridae basada en VP1, la diversidad estructural local que se refleja puede usarse para predecir mejor los huéspedes algales objetivo de diferentes virus Marnaviridae . [ 17 ]
Ecología
Distribución
Aunque el HaRNAV se aisló inicialmente de aguas de la Columbia Británica, se ha descubierto que también es capaz de infectar cepas de H. akashiwo originarias de Japón, lo que sugiere que los miembros de Marnaviridae pueden tener una amplia distribución en todo el Océano Pacífico. [ 27 ] Dado que se han identificado virus de la familia Marnaviridae en especies de acuicultura de camarones y langostinos en aguas chinas, esto respalda aún más la amplia distribución de Marnaviridae en todo el Océano Pacífico, desde América del Norte hasta Asia. [ 8 ] [ 9 ] Además, la secuenciación de viromas de ARN originarios del lago Limnopolar en la Antártida reveló cuatro virus similares a picornavirus de la Antártida (APLV), uno de los cuales, APLV-3, se encontró que se agrupaba con la familia Marnaviridae , lo que amplía aún más la distribución potencial de la familia hacia el sur, a un entorno de agua dulce y fría en la Antártida. [ 28 ]
Virus de ARN de Heterosigma akashiwo (HaRNAV)
La compleja relación entre HaRNAV y otros virus capaces de infectar a H. akashiwo es importante para comprender cómo los virus desempeñan un papel en la dinámica de floración de H. akashiwo . [ 6 ] En comparación con el virus de inclusión nuclear de Heterosigma akashiwo (HaNIV), se demuestra que, si bien ambos virus infectan cepas huésped del Pacífico Nororiental (HaRNAV también puede infectar cepas huésped de Japón), cada uno se dirige a diferentes subconjuntos de cepas huésped. La diferencia en el rango de huéspedes entre los dos virus sugiere que probablemente coexistieron en el entorno local, cada uno infectando a sus huéspedes específicos; por lo tanto, es posible inferir la composición de cepas de la población de H. akashiwo durante su período de floración. [ 6 ] Los estudios han demostrado que H. akashiwoLa susceptibilidad de a los virus tiende a cambiar a lo largo del florecimiento, siendo las células mucho más resistentes a la infección viral después de que el florecimiento ha colapsado. Esto sugiere que los virus pueden haber desempeñado un papel importante en la regulación del florecimiento de H. akashiwo . [ 29 ] De manera similar, un estudio realizado sobre la composición del ensamblaje viral de HaRNAV ha demostrado que la diversidad de HaRNAV está correlacionada con la composición de su huésped, lo que también sugiere que HaRNAV influye en la composición de H. akashiwo . [ 30 ]
bacilarnavirus
En términos de impacto ecológico y diversidad de especies en el océano, el género Chaetoceros se considera un grupo taxonómico importante, que desempeña un papel esencial como productor primario durante los períodos de floración. Se ha demostrado que los virus del género Bacillarnavirus atacan a Chaetoceros en ambientes naturales, y que diferentes especies atacan cepas específicas de la diatomea. Los estudios sugieren que estos virus desempeñan un papel importante en el control y la regulación de la población de Chaetoceros , influyendo así en la floración primaveral y afectando posteriormente también a los ecosistemas marinos locales. [ 31 ]
Virus ARN de Guinardia delicatula
GdelRNAV es una especie de Bacillarnavirus que infecta a la diatomea formadora de floraciones Guinardia delicatula, presente en aguas costeras templadas. [ 32 ] Las cepas de este virus solo se han aislado con éxito poco después de la floración estival de G. delicatula. Esto sugiere que el virus podría desempeñar un papel en la disminución de las poblaciones del huésped al final de la floración estival, aunque es probable que otros parásitos de G. delicatula también estén involucrados.
Virus ARN de Aurantiochytrium (AuRNAV)
Los traustocítridos se consideran importantes descomponedores en los ecosistemas. Se ha demostrado que el virus de ARN de Aurantiochytrium (AuRNAV) infecta a los traustocítridos junto con otro virus, el virus de ADN de Sicyoidochytrium minutum (SmDNAV). Los estudios han revelado que estos dos virus mantienen patrones de fluctuación diferentes entre sí: AuRNAV muestra un aumento significativo en su abundancia tras un incremento de traustocítridos Aurantiochytrium sp. (que descomponen la materia orgánica durante el declive de la floración de H. akashiwo ), mientras que SmDNAV no mostró este patrón. Esto sugiere que AuRNAV probablemente ataca a huéspedes que pueden utilizar eficazmente las células de fitoplancton muertas; por lo tanto, el virus también es una parte vital de la dinámica de la floración. [ 33 ]
Prevalencia en la acuicultura
Enfermedad postlarvaria del vidrio
Penaeus vannamei es una importante especie de camarón de acuicultura que se cultiva a nivel mundial, especialmente en China. Sin embargo, debido a la enfermedad de las postlarvas de vidrio (GPD, por sus siglas en inglés), una enfermedad altamente patógena que se propaga rápidamente en los criaderos, la industria ha sufrido pérdidas significativas en los últimos años, lo que ha generado inestabilidad económica. Los camarones infectados con GPD muestran signos de movimientos y respuestas más lentos, junto con un cambio de color en los tejidos hepáticos y pancreáticos (de marrón oscuro a marrón claro). Entre las 24 y 48 horas posteriores a la infección, los camarones también presentan filamentos branquiales hinchados, así como una mayor transparencia y fragilidad corporal (de ahí el nombre de la enfermedad). El Baishivirus, descubierto mediante secuenciación metagenómica de una muestra de P. vannamei infectada con GPD,se ha identificado como perteneciente a la familia Marnaviridae y se ha encontrado que contiene tres ORF en su genoma de 9,895 kb. Se postula que el baishivirus es el principal patógeno de la enfermedad, lo que ofrece una posible vía para encontrar medidas preventivas contra la GPD en la industria del camarón. [ 8 ]
Enfermedad de retraso del crecimiento
La prevalencia de la enfermedad de retraso del crecimiento (GRD), que causa tasas de crecimiento reducidas y pubertad precoz en el camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii , ha provocado pérdidas financieras significativas en la industria acuícola china de este camarón. [ 9 ] Generalmente, los camarones machos y hembras maduros tienen 10 cm y 8 cm de longitud corporal respectivamente; sin embargo, cuando se ven afectados por la GRD, los camarones presentan madurez temprana, donde los machos muestran comportamientos de apareamiento a los 6 cm y las hembras poseen huevos a los 5 cm. [ 34 ] [ 35 ] Los impactos de la GRD han provocado reducciones en la producción de camarones de más del 50% en algunos casos. [ 36 ] Mediante la secuenciación metatranscriptómica de los viromas de camarones sanos y camarones con GRD, y el análisis filogenético de las secuencias de ARN resultantes, se colocaron cuatro virus similares a marna en la familia Marnaviridae . Estos virus, denominados virus Macrobrachium rosenbergii (MRV) MRV3, MRV4, MRV5 y MRV6, tienen secuencias de 9242, 8887, 8548 y 9153 pares de bases de longitud respectivamente. [ 9 ] Se descubrió que MRV3, MRV5 y MRV6 eran virus nuevos, con MRV3 ubicado en el género Labyrnavirus , y MRV5 y MRV6 pertenecientes al género Sogarnavirus . Por el contrario, MRV4 fue caracterizado como un virus similar a un picornavirus de Beihai previamente identificado en el género Kusarnavirus .
Referencias
- ↑ "Taxonomía de virus: versión 2018b" . Comité Internacional de Taxonomía de Virus (ICTV) . Marzo de 2019. Consultado el 16 de marzo de 2019 .
- ↑ "Marnaviridae - Virus de ARN de sentido positivo - Virus de ARN de sentido positivo (2011) - Comité Internacional de Taxonomía de Virus (ICTV)" . Comité Internacional de Taxonomía de Virus (ICTV) . Archivado del original el 28 de abril de 2017. Recuperado el 27 de abril de 2017 .
- ↑ "Taxonomía de virus: publicación de 2020" . Comité Internacional de Taxonomía de Virus (ICTV). Marzo de 2021. Consultado el 20 de mayo de 2021 .
- 1 2 Lang AS, Culley AI, Suttle CA (marzo de 2004). "Secuencia del genoma y caracterización de un virus (HaRNAV) relacionado con virus similares a picornavirus que infecta el alga marina formadora de floraciones tóxicas Heterosigma akashiwo" . Virology . 320 (2): 206– 217. doi : 10.1016/j.virol.2003.10.015 . PMID 15016544 .
- 1 2 3 4 Lang AS, Vlok M, Culley AI, Suttle CA, Takao Y, Tomaru Y (agosto de 2021). " Perfil de taxonomía de virus del ICTV: Marnaviridae 2021" . The Journal of General Virology . 102 (8) 001633. doi : 10.1099/jgv.0.001633 . PMC 8513639. PMID 34356002 .
- ^ Tai V , Lawrence JE , Lang AS , Chan AM, Culley AI, Suttle CA (2003). "Caracterización de HaRNAV, un virus de ARN monocatenario que provoca la lisis de Heterosigma akashiwo (Raphidophyceae)". Revista de Ficología . 39 (2): 206– 217. doi : 10.1046/j.1529-8817.2003.01162.x . S2CID 86464306 .
- ↑ Arsenieff L, Simon N, Rigaut-Jalabert F, Le Gall F, Chaffron S, Corre E, et al. (2019). " Primeros virus que infectan la diatomea marina Guinardia delicatula " . Frontiers in Microbiology . 9 : 3235. doi : 10.3389/fmicb.2018.03235 . PMC 6334475. PMID 30687251 .
- ^ Xu A, Xu S , Tu Q, Qiao H, Lin W, Li J, et al. (enero de 2023). "Un nuevo virus de la familia Marnaviridae como patógeno potencial de la enfermedad de las postlarvas de vidrio de Penaeus vannamei" . Investigación de virus . 324 199026. doi : 10.1016/j.virusres.2022.199026 . PMC 10194266 . PMID 36529302 . S2CID 254772235 .
- 1 2 3 4 Zhou D, Liu S, Guo G, He X, Xing C, Miao Q, et al. (diciembre de 2022). He B (ed.). "Análisis del viroma de Macrobrachium rosenbergii normal y afectado por la enfermedad de retraso del crecimiento" . Microbiology Spectrum . 10 (6) e0146222. doi : 10.1128/spectrum.01462-22 . PMC 9769563. PMID 36445118 .
- 1 2 3 4 5 6 Vlok M, Lang AS, Suttle CA (julio de 2019). "Aplicación de un método de clasificación taxonómica basado en secuencias a virus de ARN monocatenario marinos no cultivados y no clasificados del orden Picornavirales " . Virus Evolution . 5 (2) vez056. doi : 10.1093/ve/vez056 . PMC 6938265. PMID 31908848 .
- ^ Lawrence JE, Chan AM, Suttle CA (2001). "Un nuevo virus (HaNIV) provoca la lisis del alga tóxica formadora de floraciones Heterosigma akashiwo (Raphidophyceae)". Revista de Ficología . 37 (2): 216– 222. Código bibliográfico : 2001JPcgy..37..216L . doi : 10.1046/j.1529-8817.2001.037002216.x . S2CID 86563435 .
- 1 2 3 Wolf YI, Silas S, Wang Y, Wu S, Bocek M, Kazlauskas D, et al. (octubre de 2020). " Duplicación del conjunto conocido de virus de ARN mediante análisis metagenómico de un viroma acuático" . Nature Microbiology . 5 (10): 1262– 1270. doi : 10.1038/s41564-020-0755-4 . PMC 7508674. PMID 32690954 .
- ^ Sadeghi M, Tomaru Y, Ahola T (febrero de 2021). "Virus de ARN en eucariotas unicelulares acuáticos" . Virus . 13 (3): 362. doi : 10.3390/v13030362 . PMC 7996518 . PMID 33668994 .
- 1 2 3 4 5 "Familia: Marnaviridae" . Comité Internacional de Taxonomía de Virus (ICTV) . Consultado el 20 de marzo de 2023 .
- 1 2 3 4 "Zona Viral" . ExPASy . Consultado el 15 de junio de 2015 .
- ^ Munke A, Kimura K, Tomaru Y, Okamoto K (abril de 2020). "Estructura de la cápside de un virus de algas marinas del orden picornavirales " . Revista de Virología . 94 (9). doi : 10.1128/JVI.01855-19 . PMC 7163153 . PMID 32024776 .
- 1 2 3 4 5 6 7 Wang H, Munke A, Li S, Tomaru Y, Okamoto K (octubre de 2022). " Perspectivas estructurales sobre los mecanismos de unión al receptor comunes y específicos del huésped en virus similares a picornavirus de algas" . Viruses . 14 (11): 2369. doi : 10.3390/v14112369 . PMC 9697754. PMID 36366467 .
- 1 2 3 Shirai Y, Tomaru Y, Takao Y, Suzuki H, Nagumo T, Nagasaki K (julio de 2008). "Aislamiento y caracterización de un virus de ARN monocatenario que infecta a la diatomea planctónica marina Chaetoceros tenuissimus Meunier" . Microbiología Aplicada y Ambiental . 74 (13): 4022– 4027. Bibcode : 2008ApEnM..74.4022S . doi : 10.1128/AEM.00509-08 . PMC 2446501. PMID 18469125 .
- ↑ Takao Y, Mise K, Nagasaki K, Okuno T, Honda D (marzo de 2006). "Secuencia completa de nucleótidos y organización del genoma de un virus de ARN monocatenario que infecta al protista marino fungoide Schizochytrium sp" . The Journal of General Virology . 87 (Pt 3): 723–733 . doi : 10.1099/vir.0.81204-0 . PMID 16476996 .
- ↑ Lawrence JE, Brussaard CP, Suttle CA (diciembre de 2006). "Respuestas específicas de virus de Heterosigma akashiwo a la infección" . Applied and Environmental Microbiology . 72 (12): 7829– 7834. Bibcode : 2006ApEnM..72.7829L . doi : 10.1128/AEM.01207-06 . PMC 1694243. PMID 17041155 .
- ^ Tomaru Y, Kimura K, Yamaguchi H (2 de octubre de 2014). "La temperatura altera la actividad alguicida de los virus de ADN y ARN que infectan a Chaetoceros tenuissimus" . Ecología Microbiana Acuática . 73 (2): 171– 183. doi : 10.3354/ame01713 . ISSN 0948-3055 .
- ↑ Kranzler CF, Brzezinski MA, Cohen NR, Lampe RH, Maniscalco M, Till CP, et al. (2021). "Infección viral deteriorada y mortalidad reducida de diatomeas en regiones oceánicas con limitación de hierro" . Nature Geoscience . 14 (4): 231– 237. Bibcode : 2021NatGe..14..231K . doi : 10.1038/s41561-021-00711-6 . ISSN 1752-0908 . S2CID 232766599 .
- ↑ Kimura K, Tomaru Y (29 de agosto de 2014). "El cocultivo con bacterias marinas confiere resistencia a la lisis viral completa de cultivos de diatomeas" . Ecología microbiana acuática . 73 (1): 69–80 . doi : 10.3354/ame01705 . ISSN 0948-3055 .
- ↑ Pelusi A, De Luca P, Manfellotto F, Thamatrakoln K, Bidle KD, Montresor M (febrero de 2021). "Formación de esporas inducida por virus como mecanismo de defensa en diatomeas marinas" . The New Phytologist . 229 (4): 2251– 2259. doi : 10.1111/nph.16951 . PMC 7894508. PMID 32978816 .
- ↑ Kimura K, Tomaru Y (febrero de 2015). Wommack KE (ed.). "El descubrimiento de dos nuevos virus amplía la diversidad de virus de ADN monocatenario y ARN monocatenario que infectan una diatomea marina cosmopolita" . Microbiología Aplicada y Ambiental . 81 (3): 1120– 1131. Bibcode : 2015ApEnM..81.1120K . doi : 10.1128/AEM.02380-14 . PMC 4292505. PMID 25452289 .
- ↑ Jackson EW, Wilhelm RC, Buckley DH, Hewson I (junio de 2022). "El viroma de ARN de los equinodermos". The Journal of General Virology . 103 (6) 001772. doi : 10.1099/jgv.0.001772 . PMID 35766975 .
- ↑ Short SM, Staniewski MA, Chaban YV, Long AM, Wang D (2020). " Diversidad de virus que infectan algas eucariotas" . Current Issues in Molecular Biology . 39 : 29–62 . doi : 10.21775/cimb.039.029 . PMID 32073403. S2CID 211193770 .
- ↑ Yau S, Seth-Pasricha M (febrero de 2019). " Virus de ambientes acuáticos polares" . Viruses . 11 (2): 189. doi : 10.3390/v11020189 . PMC 6410135. PMID 30813316 .
- ↑ Tarutani K, Nagasaki K, Yamaguchi M (noviembre de 2000). "Impactos virales en la abundancia total y la composición clonal del fitoplancton formador de floraciones nocivas Heterosigma akashiwo" . Applied and Environmental Microbiology . 66 (11): 4916– 4920. Bibcode : 2000ApEnM..66.4916T . doi : 10.1128/AEM.66.11.4916-4920.2000 . PMC 92399. PMID 11055943 .
- ↑ Gustavsen JA, Suttle CA (mayo de 2021). Johnson KN (ed.). "El papel de la estructura filogenética en la dinámica de los ensamblajes virales costeros" . Microbiología aplicada y ambiental . 87 (11) e02704–20. Bibcode : 2021ApEnM..87E2704G . doi : 10.1128/AEM.02704-20 . PMC 8208158. PMID 33741635 .
- ↑ Tomaru Y, Toyoda K, Kimura K, Takao Y, Sakurada K, Nakayama N, Nagasaki K (enero de 2013). "Aislamiento y caracterización de un virus de ARN monocatenario que infecta la diatomea planctónica marina Chaetoceros sp. (SS08-C03): Nuevo virus de ARN monocatenario que infecta a Chaetoceros" . Phycological Research . 61 (1): 27–36 . doi : 10.1111/j.1440-1835.2012.00670.x . S2CID 83839588 .
- ↑ Arsenieff L, Simon N, Rigaut-Jalabert F, Le Gall F, Chaffron S, Corre E, et al. (2019). " Primeros virus que infectan la diatomea marina Guinardia delicatula " . Frontiers in Microbiology . 9 3235. doi : 10.3389/fmicb.2018.03235 . PMC 6334475. PMID 30687251 .
- ↑ Takao Y, Tomaru Y, Nagasaki K, Honda D (23 de julio de 2015). Anil AC (ed.). "Dinámica ecológica de dos virus distintos que infectan a los descomponedores eucariotas marinos Thraustochytrids (Labyrinthulomycetes, Stramenopiles)" . PLOS ONE . 10 (7) e0133395. Bibcode : 2015PLoSO..1033395T . doi : 10.1371/journal.pone.0133395 . PMC 4512727. PMID 26203654 .
- ↑ Ying N, Wang Y, Song X, Qin B, Wu Y, Yang L, Fang W (mayo de 2022). "Análisis del transcriptoma de Macrobrachium rosenbergii: identificación de información sobre pubertad precoz y crecimiento lento". Journal of Invertebrate Pathology . 190 107752. doi : 10.1016/j.jip.2022.107752 . PMID 35367462. S2CID 247896446 .
- ↑ An Z, Sun L, Chen J. "Investigación de las causas del fenómeno de la "caparazón de hierro" del camarón de marisma de Roche". Acuicultura Científica . 1 : 56–58 . doi : 10.14184/j.cnki.issn1004-843x.2014.01.034 .
- ↑ Dong X, Wang G, Hu T, Li J, Li C, Cao Z, et al. (junio de 2021). Heck M (ed.). "Un nuevo virus de Flaviviridae asociado con la precocidad sexual en Macrobrachium rosenbergii " . mSystems . 6 (3) e0000321. doi : 10.1128/mSystems.00003-21 . PMC 8269200. PMID 34100644 .
Enlaces externos
- Viralzone : Marnaviridae
- ICTV
- NCBI: Marnaviridae (familia)
- ICTV: Historia de la taxonomía – Marnaviridae
- Picornavirales
- Familias de virus