microperfusión de flujo abierto

dOFM (Figura 4) permite investigar el transporte de fármacos en la dermis y su penetración en ella tras la aplicación local, tópica o sistémica, y la Administración de Alimentos y Medicamentos de EE. UU. (FDA) menciona dOFM como un nuevo método para evaluar la bioequivalencia de fármacos tópicos. ^{[ 17 ] [ 18 ] [ 19 ]}

dOFM se utiliza para:

• realizar estudios farmacocinéticos (PK) y farmacodinámicos (PD) específicos de los tejidos de los fármacos. ^{[ 20 ]}
• realizar una comparación directa de nuevas formulaciones de fármacos tópicos
• evaluar la biodisponibilidad dérmica . ^{[ 9 ] [ 1 ]}
• investigar compuestos de alto peso molecular, por ejemplo anticuerpos ^{[ 5 ]}

Las configuraciones de comparación directa con OFM han demostrado ser particularmente útiles para la evaluación de productos genéricos tópicos, que necesitan demostrar bioequivalencia ^{[ 9 ]} con el producto farmacéutico de referencia listado para obtener la aprobación de comercialización.

Las aplicaciones de la dOFM incluyen estudios ex vivo con explantes de tejido y estudios preclínicos y clínicos in vivo .

aOFM (Figura 4) permite la monitorización continua en línea de los procesos metabólicos en el tejido adiposo subcutáneo, p. ej. glucosa y lactato , ^{[ 21 ] [ 22 ] [ 23 ]} así como analitos más grandes como la insulina (5,9 kDa). ^{[ 24 ] [ 23 ]} El papel de los polipéptidos para la señalización metabólica ( leptina , citocina IL-6, TNFα) también se ha estudiado con aOFM. ^{[ 25 ]} aOFM permite la cuantificación de proteínas (p. ej. albúmina tamaño: 68 kDa) en el tejido adiposo ^{[ 4 ]} y por lo tanto abre la posibilidad de investigar fármacos unidos a proteínas directamente en tejidos diana periféricos, como análogos de insulina altamente unidos a proteínas diseñados para una acción de insulina prolongada y retardada. ^{[ 26 ]} Más recientemente, aOFM se ha utilizado para muestrear agonistas para estudiar la obesidad , el metabolismo lipídico y la inmuno-inflamación. Las aplicaciones de la microscopía óptica de campo abierto (aOFM) incluyen estudios ex vivo con explantes de tejido y estudios preclínicos y clínicos in vivo .

La cOFM (Figura 5) se utiliza para realizar estudios preclínicos de PK/PD en el cerebro animal. El acceso al cerebro incluye la monitorización de la función de la barrera hematoencefálica y el transporte de fármacos a través de la barrera hematoencefálica intacta. ^{[ 27 ]} La cOFM permite observar más allá de la barrera hematoencefálica y evaluar las concentraciones y los efectos de las sustancias neuroactivas directamente en el tejido cerebral objetivo. ^{[ 28 ]}

La barrera hematoencefálica es un escudo natural que protege el cerebro y limita el intercambio de nutrientes , metabolitos y mensajeros químicos entre la sangre y el cerebro. La barrera hematoencefálica también impide que sustancias potencialmente dañinas entren y dañen el cerebro. Sin embargo, esta barrera altamente efectiva también impide que las sustancias neuroactivas alcancen los objetivos apropiados. Para los investigadores que desarrollan fármacos neuroactivos, es de gran interés saber si un componente farmacéutico activo puede atravesar la barrera hematoencefálica y en qué medida. Los experimentos han demostrado que la barrera hematoencefálica se restableció completamente 15 días después de la implantación de la sonda cOFM en el cerebro de ratas. ^{[ 29 ]} La sonda cOFM ha sido especialmente diseñada para evitar la reapertura de la barrera hematoencefálica o causar traumatismos adicionales al cerebro después de la implantación. cOFM permite el muestreo continuo del líquido intersticial cerebral con la barrera hematoencefálica intacta y, por lo tanto, permite la monitorización farmacocinética continua en el tejido cerebral.

Los compuestos del ISF pueden cuantificarse indirectamente a partir de muestras de ISF simplemente diluidas mediante el uso de OFM y técnicas de calibración adicionales, o directamente a partir de muestras de ISF sin diluir que pueden recolectarse con métodos OFM adicionales. La cuantificación de compuestos a partir de muestras de ISF diluidas requiere la aplicación adicional de métodos de calibración, como la tasa de flujo cero, ^{[ 30 ]} el flujo neto nulo ^{[ 31 ]} o la referencia iónica. ^{[ 32 ]} La tasa de flujo cero ha sido utilizada en combinación con dOFM por Schaupp et al. ^{[ 3 ]} para cuantificar potasio , sodio y glucosa en muestras de ISF adiposo. El flujo neto nulo se ha aplicado para cuantificar varios analitos en estudios OFM en ISF adiposo subcutáneo, muscular y dérmico: las concentraciones absolutas de lactato ^{[ 33 ]} y las concentraciones absolutas de glucosa en ISF adiposo, ^{[ 3 ]} la concentración absoluta de albúmina en ISF muscular ^{[ 4 ]} y la concentración absoluta de insulina en ISF adiposo y muscular se han determinado con éxito. ^{[ 34 ]} Dragatin et al. ^{[ 5 ]} utilizaron No Net Flux en combinación con dOFM para evaluar la concentración absoluta en el ISF de un anticuerpo terapéutico totalmente humano. Ionic Reference se ha utilizado en combinación con OFM para evaluar la concentración absoluta de glucosa ^{[ 3 ]} y la concentración absoluta de lactato en el ISF adiposo. ^{[ 33 ]} Dermal OFM también se ha utilizado para cuantificar las concentraciones de insulina humana y un análogo de insulina en el ISF con inulina como marcador exógeno.

Métodos OFM adicionales, como la recirculación OFM y la succión OFM, pueden recolectar muestras de ISF sin diluir a partir de las cuales es factible la cuantificación directa y absoluta de compuestos. ^{[ 35 ]} La recirculación OFM para recolectar muestras de ISF sin diluir recircula el perfusado en un circuito cerrado hasta que se establecen concentraciones de equilibrio entre el perfusado y el ISF. Usando albúmina como analito, 20 ciclos de recirculación han sido suficientes para alcanzar concentraciones de equilibrio en el ISF. La succión OFM se realiza aplicando un vacío suave, que extrae el ISF del tejido hacia la sonda OFM.