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Articulo de referencia

Regulador transcripcional RopB

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El regulador transcripcional RopB , también conocido como regulador transcripcional RopB/Rgg, es una proteína reguladora transcripcional que regula la expresión de la exotoxina pirogénica estreptocócica B (speB o estreptopaína ), una proteasa de cisteína secretada extracelularmente, que es un importante factor de virulencia de Streptococcus pyogenes y es responsable de la diseminación de una serie de enfermedades infecciosas, incluyendo faringitis estreptocócica , impétigo , síndrome de choque tóxico estreptocócico , fascitis necrosante y escarlatina . [ 2 ] Los estudios funcionales sugieren que el regulón multigénico ropB es responsable no solo de la regulación global de la virulencia [ 3 ] [ 4 ] sino también de una amplia gama de funciones, desde la respuesta al estrés, la función metabólica y la señalización de dos componentes. [ 5 ] Los estudios estructurales implican que la acción reguladora de ropB depende de una interacción compleja que involucra la detección de quórum con el péptido señal sin líder péptido inductor de speB (SIP) [ 1 ] que actúa en conjunto con un interruptor de histidina sensible al pH . [ 6 ]

Descubrimiento

Las observaciones de una glucosiltransferasa secretada extracelularmente (gtfG) secuencialmente proximal a un gen rgg con repeticiones invertidas en la región intergénica de Streptococcus gordonii y activada por este , sirvieron de base para estudiar su homología con Streptococcus pyogenes . Se descubrió que S. pyogenes también compartía un gen rgg/ropB ubicado directamente junto al sujeto de su regulación transcripcional, en este caso la proteasa speB , con repeticiones invertidas intergénicas. [ 7 ] La confirmación del vínculo entre rgg/ropB y la activación de la secreción de speB se logró mediante la interrupción por inserción de ropB, lo que resultó en una disminución de la producción de speB. [ 8 ]

Estructura

Ubicación del gen

La ubicación del gen ropB es directa y secuencialmente próxima al sujeto de su regulación transcripcional, speB, que se encuentra corriente abajo de una región intergénica de 941 pb entre ambos. [ 9 ] La transcripción del gen ropB parece requerir un promotor dentro de una serie de secuencias entre 238 y 480 pb y hasta 800 pb corriente arriba del propio gen dentro de la región intergénica altamente repetitiva. [ 10 ]

Ubicación de unión de proteínas

El sitio de unión de la proteína ropB se encuentra adyacente al promotor 1 de speB [ 11 ] que también se encuentra dentro de la región intergénica altamente repetitiva, aunque el gen ropB y el gen speB se transcriben en direcciones opuestas. Las regiones -10 y -35 del promotor 1 de speB tienen un consenso deficiente ; para mejorar esto, ropB ayuda a la unión de la ARN polimerasa con la ayuda de un tracto de poliU polipirimidina dentro de la región de repetición invertida palindrómica [ 10 ] de una manera sorprendentemente similar a la terminación intrínseca en E. coli .

dominios de proteínas

N-terminal

El dominio N-terminal consta de los aminoácidos 1-56 y es un extremo amino responsable de la unión al ADN, además de ser un mediador clave en la unión entre el dominio C-terminal del dímero opuesto. La interfaz del dímero II tiene su cadena lateral I255 ubicada en el extremo N-terminal. [ 1 ]

Extremo C

El dominio C-terminal, también conocido como ropB-CTD, es un dominio de unión a ligando carboxiterminal compuesto por los aminoácidos 56-280. RopB-CTD contiene 5 motivos TPR y se une al péptido SIP en la parte más interna del bolsillo de unión de SIP de manera secuencia-específica sin inducción de polimerización . [ 6 ]

dominio TPR

El dominio de repetición de tetratricopéptido proporciona la superficie cóncava necesaria para el reconocimiento por SIP. RopB-CTD alberga 5 motivos TPR apilados, cada uno con conjuntos de hélices antiparalelas emparejadas que ayudan a la formación de una vía interna cóncava y una externa convexa. La base del sitio de reconocimiento está formada por las hélices alfa α6 y α8, mientras que las paredes de soporte están formadas por las hélices α2 y α12. La porción externa del sitio de reconocimiento está flanqueada por las asparaginas N152 y N192, proporcionando así una cresta de soporte para el complejo péptido-proteína. [ 1 ] [ 6 ]

Interfaz de dímero

Las interfaces del dímero de ropB se forman mediante la unión de las hélices α8-α12 del dominio N-terminal y el dominio C-terminal. Además, existe una interfaz I formada por tres cadenas laterales (C22, Y224 y R226), una interfaz II formada por una cadena lateral (I255) y dominios N-terminales, todos ellos responsables de la dimerización de las subunidades de la proteína ropB. [ 1 ]

Bolsillo de unión de péptidos

El sitio de unión del péptido SIP es la estación de acoplamiento del péptido señal sin líder de ocho aminoácidos, el péptido inductor de speB (SIP). El sitio de unión es una estructura tripartita compuesta por la hélice α12 del extremo C-terminal, que actúa como hélice de recubrimiento; la hélice α6 de TPR3, que presenta una interacción hidrofóbica con las cadenas laterales de SIP; y la hélice α8 de TPR4, que estabiliza electrostáticamente a SIP. Las variaciones en el nivel de pH alteraron la fuerza de adhesión entre SIP y el sitio de unión de SIP: los niveles de pH ácidos entre 5,5 y 6,5 aumentaron la adhesión, mientras que los niveles de pH entre 7 y 9 la redujeron. [ 6 ]

Interruptor de histidina

Aunque la proteína ropB tiene siete histidinas (H12, H81, H93, H144, H265, H266 y H277) estructuralmente presentes, el interruptor de histidina de ropB opera principalmente con una única histidina funcionalmente involucrada (H144), convenientemente ubicada para asociarse con las cadenas laterales de ropB (Y176 y E185) que se acercan entre sí al añadir un ion hidrógeno a H144 en condiciones ácidas. Solo una histidina (H12) se encuentra en el dominio N, mientras que el resto se ubican en el dominio C-terminal. [ 6 ]

Cinética del regulón

Streptococcus pyogenes ha desarrollado un complejo entrelazado de mecanismos de regulación genética en la vía de señalización SIP mediante la implantación de un interruptor de histidina sensible al pH en la proteína ropB de detección de quórum. Durante las condiciones de pH neutro a básico, ya sean inducidas sintéticamente o causadas naturalmente por una baja densidad de población de S. pyogenes , la interacción entre la histidina no protonada funcionalmente involucrada (H144) con las cadenas laterales relevantes (Y176, Y182, E185) en el dominio del bolsillo de unión de SIP se ve afectada y la expresión de la proteasa speB se inhibe. Por otro lado, a medida que el pH extracelular disminuye para ser más ácido en casos de alta densidad de población, S. pyogenes no tiene capacidades homeostáticas de pH elaboradas en relación con las bacterias no lácticas, por lo que los niveles de pH citosólico intracelular se asemejarán más fácilmente a los niveles extracelulares. [ 12 ] La acidificación citosólica moviliza la vía SIP para permitir la formación del complejo de proteína SIP-ropB y aumentar la producción de SIP. Además, el aumento de la acidez citosólica mejora la maduración del zimógeno speB (speBz) en la proteasa speB madura (speBm) para aumentar drásticamente su actividad proteolítica y virulencia. [ 6 ]

Homología

Familia Rgg

Los reguladores transcripcionales tipo Rgg se pueden encontrar en una variedad de bacterias grampositivas . Donde ropB regula la producción de la proteasa speB en S. pyogenes , se puede observar un mecanismo de control secretor aproximadamente equivalente en la regulación de Rgg de la producción de la glucosiltransferasa gtfG en S. gordonii , [ 13 ] de la manera en que gadR regula la resistencia a los ácidos en Lactococcus lactis , [ 8 ] cómo lasX regula la expresión de la lantibiótica lactocina S en Lactobacillus sakei , [ 10 ] y la regulación de mutR de la mutacina en S. mutans . [ 14 ] Secuencialmente, todos estos genes están localizados contiguamente a su respectivo sujeto de regulación y comparten promotores localizados contiguamente a regiones de repetición invertida.

Familia RRNPP

La caracterización de la familia RRNPP de reguladores de detección de quórum (que corresponde a las proteínas Rap, NprR, PrgX, PlcRd) se utilizó en comparaciones con ropB para postular sus funciones estructurales. La proteína Rap derivada de Bacilli regula la esporulación , la proteína NprR en Bacillus thuringiensis regula el necrotrofismo, la proteína PrgX regula la conjugación en Enterococcus faecalis y la proteína PlcR regula la transcripción de factores de virulencia tanto en Bacillus thuringiensis como en Bacillus cereus . [ 15 ] Se observaron similitudes en los residuos de asparagina conservados en los motivos TPR de cada una de estas proteínas y en ropB. [ 1 ]

Detección de quórum

La detección de quórum regula una variedad de aspectos en Bacillota , incluida la producción de proteínas similares a ropB en Streptococcus pneumoniae y S. pyogenes . [ 16 ] Se encontraron similitudes en la sensibilidad al pH de los mecanismos de señalización celular en neumococos , S. mutans , [ 6 ] y también en Staphylococcus aureus .

interruptor de histidina sensible al pH

Entre las proteínas tipo Rgg, se ha observado que la histidina sensible al pH (en particular H144) y los aminoácidos interactuantes (Y176, Y182 y E185) de ropB de Streptococcus pyogenes se conservan en S. porcinus , S. pseudoporcinus , S. salivarius , L. pentosus , L. aviaries , L. reuteri y Enterococcus sp., incluyendo E. faecalis . [ 6 ] Por lo tanto, se sugiere el uso de un complejo interruptor de histidina sensible al pH con moléculas efectoras reguladoras de genes en una serie de otras bacterias [Véase también: regulación alostérica ].

Patogenesia

La regulación de RopB por speB es un determinante clave en la expresión de la proteinasa speB, que es un factor de virulencia primario y la proteína extracelular más abundante en las secreciones estreptocócicas. [ 17 ] SpeB escinde proteínas del suero del huésped que componen la matriz extracelular humana y proteínas bacterianas, incluidas otras proteínas estreptocócicas secretadas. Como se mencionó anteriormente, es responsable de la diseminación de una serie de enfermedades infecciosas, incluidas, entre otras, la faringitis , el impétigo , el síndrome de choque tóxico estreptocócico , la fascitis necrosante y la escarlatina . [ 2 ] Por lo tanto, el estudio de la inactivación de las numerosas vías funcionales y reguladores de speB es de vital importancia para el desarrollo de posibles terapias novedosas.

Véase también

Referencias

  1. 1 2 3 4 5 6 PDB : 5DL2 ​;Makthal N, Gavagan M, Do H, Olsen RJ, Musser JM, Kumaraswami M (marzo de 2016). " Análisis estructural y funcional de RopB: un importante regulador de virulencia en Streptococcus pyogenes" . Molecular Microbiology . 99 (6): 1119–33 . doi : 10.1111/mmi.13294 . PMC 4794775. PMID 26714274 .  
  2. 1 2 Cunningham MW (julio de 2000). "Patogénesis de las infecciones por estreptococos del grupo A" . Clinical Microbiology Reviews . 13 (3): 470– 511. doi : 10.1128/CMR.13.3.470 . PMC 88944. PMID 10885988 .  
  3. ↑ Kreikemeyer B, McIver KS, Podbielski A (mayo de 2003). "Regulación de factores de virulencia y redes reguladoras en Streptococcus pyogenes y su impacto en las interacciones patógeno-huésped". Trends in Microbiology . 11 (5): 224– 32. doi : 10.1016/s0966-842x(03)00098-2 . PMID 12781526 . 
  4. ↑ McIver KS (2009). "Reguladores de respuesta independientes que controlan redes de virulencia globales en Streptococcus pyogenes". Contributions to Microbiology . 16 : 103–119 . doi : 10.1159/000219375 . ISBN 978-3-8055-9132-4. PMID 19494581 . 
  5. ↑ Carroll RK, Shelburne SA, Olsen RJ, Suber B, Sahasrabhojane P, Kumaraswami M, et al. (mayo de 2011). "Las sustituciones naturales de un solo aminoácido en una proteína reguladora alteran la expresión génica y la virulencia de los estreptococos en ratones" . The Journal of Clinical Investigation . 121 (5): 1956– 68. doi : 10.1172/JCI45169 . PMC 3083769. PMID 21490401 .   
  6. 1 2 3 4 5 6 7 8 Do H, Makthal N, VanderWal AR, Saavedra MO, Olsen RJ, Musser JM, Kumaraswami M (junio de 2019). "El pH ambiental y la señalización de péptidos controlan la virulencia de Streptococcus pyogenes a través de una vía de detección de quórum" . Nature Communications . 10 (1) 2586. Bibcode : 2019NatCo..10.2586D . doi : 10.1038/ s41467-019-10556-8 . PMC 6565748. PMID 31197146 .  
  7. ↑ Sulavik MC, Tardif G, Clewell DB (junio de 1992). "Identificación de un gen, rgg, que regula la expresión de la glucosiltransferasa e influye en el fenotipo Spp de Streptococcus gordonii Challis" . Journal of Bacteriology . 174 (11): 3577–86 . doi : 10.1128/jb.174.11.3577-3586.1992 . PMC 206044. PMID 1534326 .  
  8. 1 2 Lyon WR, Gibson CM, Caparon MG (noviembre de 1998). "Un papel para el factor desencadenante y un regulador similar a rgg en la transcripción, secreción y procesamiento de la proteinasa de cisteína de Streptococcus pyogenes" . The EMBO Journal . 17 (21): 6263–75 . doi : 10.1093/ emboj /17.21.6263 . PMC 1170952. PMID 9799235 .  
  9. ↑ Carroll RK, Musser JM (agosto de 2011). "De la transcripción a la activación: cómo el estreptococo del grupo A, el patógeno come carne, regula la producción de la proteasa de cisteína SpeB" . Molecular Microbiology . 81 (3): 588– 601. doi : 10.1111/j.1365-2958.2011.07709.x . PMID 21707787 . 
  10. 1 2 3 Neely MN, Lyon WR, Runft DL, Caparon M (septiembre de 2003). "Función de RopB en la expresión de la proteasa de cisteína SpeB de Streptococcus pyogenes en la fase de crecimiento" . Journal of Bacteriology . 185 (17): 5166– 74. doi : 10.1128/JB.185.17.5166-5174.2003 . PMC 181010. PMID 12923089 .  
  11. ↑ Anbalagan S, McShan WM, Dunman PM, Chaussee MS (septiembre de 2011). "Identificación de sitios de unión de Rgg en el cromosoma de Streptococcus pyogenes" . Journal of Bacteriology . 193 (18): 4933–42 . doi : 10.1128/JB.00429-11 . PMC 3165660. PMID 21764942 .  
  12. ↑ Siegumfeldt H, Björn Rechinger K, Jakobsen M (junio de 2000). "Cambios dinámicos del pH intracelular en células individuales de bacterias lácticas en respuesta a una rápida caída del pH extracelular" . Microbiología Aplicada y Ambiental . 66 (6): 2330– 5. Bibcode : 2000ApEnM..66.2330S . doi : 10.1128/aem.66.6.2330-2335.2000 . PMC 110524. PMID 10831407 .  
  13. ↑ Fleuchot B, Gitton C, Guillot A, Vidic J, Nicolas P, Besset C, et al. (mayo de 2011). "Proteínas Rgg asociadas con péptidos hidrofóbicos pequeños internalizados: un nuevo mecanismo de detección de quórum en estreptococos" . Molecular Microbiology . 80 (4): 1102–19 . doi : 10.1111/j.1365-2958.2011.07633.x . hdl : 2078.1 /104930 . PMID 21435032. S2CID 11251229 .   
  14. ↑ Merritt J, Qi F (abril de 2012). " Las mutacinas de Streptococcus mutans: regulación y ecología" . Molecular Oral Microbiology . 27 (2): 57– 69. doi : 10.1111/j.2041-1014.2011.00634.x . PMC 3296966. PMID 22394465 .  
  15. ↑ Grenha R, Slamti L, Nicaise M, Refes Y, Lereclus D, Nessler S (enero de 2013). "Base estructural del mecanismo de activación del regulador de virulencia PlcR por el péptido señal de detección de quórum PapR" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 110 (3): 1047– 52. Bibcode : 2013PNAS..110.1047G . doi : 10.1073/pnas.1213770110 . PMC 3549096. PMID 23277548 .  
  16. ↑ Parashar V, Aggarwal C, Federle MJ, Neiditch MB (abril de 2015). "Estructura, función e inhibición de la proteína Rgg por compuestos peptídicos cíclicos" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 112 (16): 5177–82 . Bibcode : 2015PNAS..112.5177P . doi : 10.1073/pnas.1500357112 . PMC 4413276. PMID 25847993 .  
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