Hispanopedia Wiki
Articulo de referencia

Nitrogenasa

Las nitrogenasas son enzimas ( EC 1.18.6.1 EC 1.19.6.1 ) producidas por ciertas bacterias , como las cianobacterias (bacterias verdeazuladas) y las rizobacterias . Estas enzimas...

Hispanopedia WikiContenido en espanolLectura gratuita

Las nitrogenasas son enzimas ( EC 1.18.6.1 EC 1.19.6.1 ) producidas por ciertas bacterias , como las cianobacterias (bacterias verdeazuladas) y las rizobacterias . Estas enzimas son responsables de la reducción del nitrógeno (N₂ ) a amoníaco (NH₃ ) . Las nitrogenasas son la única familia de enzimas conocida que cataliza esta reacción, la cual es un paso en el proceso de fijación de nitrógeno . La fijación de nitrógeno es necesaria para todas las formas de vida, ya que el nitrógeno es esencial para la biosíntesis de moléculas ( nucleótidos , aminoácidos ) que dan origen a plantas, animales y otros organismos. Están codificadas por los genes Nif o sus homólogos . Están relacionadas con la protoclorofilida reductasa .

Clasificación y estructura

Aunque la formación en equilibrio de amoníaco a partir de hidrógeno molecular y nitrógeno tiene una entalpía de reacción global negativa (ΔH0=−45.2 kJmetrool−1norteH3{\displaystyle \Delta H^{0}=-45,2\ \mathrm {kJ} \,\mathrm {mol^{-1}} \;\mathrm {NH_{3}} }), la energía de activación es muy alta (miA=230−420 kJmetrool−1{\displaystyle E_{\mathrm {A} }=230-420\ \mathrm {kJ} \,\mathrm {mol^{-1}} }). [ 1 ] La nitrogenasa actúa como catalizador , reduciendo esta barrera de energía de manera que la reacción pueda tener lugar a temperaturas ambiente.

Un conjunto habitual consta de dos componentes:

  1. La proteína homodimérica que contiene solo hierro , la reductasa que tiene un alto poder reductor y es responsable del suministro de electrones.
  2. La proteína heterotetramérica MoFe es una nitrogenasa que utiliza los electrones proporcionados para reducir N₂ a NH₃ . En algunos ensamblajes, se reemplaza por una alternativa homóloga.
Estructura del cofactor FeMo que muestra los sitios de unión a la nitrogenasa (los aminoácidos cys e his).

Reductasa

La proteína Fe, la dinitrogenasa reductasa o NifH, es un dímero de subunidades idénticas que contiene un clúster [Fe 4 S 4 ] y tiene una masa de aproximadamente 60-64 kDa. [ 2 ] La función de la proteína Fe es transferir electrones de un agente reductor , como la ferredoxina o la flavodoxina, a la proteína nitrogenasa. La ferredoxina o la flavodoxina pueden reducirse mediante uno de seis mecanismos: 1. por una piruvato:ferredoxina oxidorreductasa , 2. por una hidrogenasa bidireccional , 3. en un centro de reacción fotosintético , 4. acoplando el flujo de electrones a la disipación de la fuerza protón motriz , 5. por bifurcación de electrones , o 6. por una ferredoxina:NADPH oxidorreductasa . [ 3 ] La transferencia de electrones requiere un aporte de energía química que proviene de la unión e hidrólisis del ATP . La hidrólisis del ATP también provoca un cambio conformacional dentro del complejo nitrogenasa, acercando la proteína Fe y la proteína MoFe para facilitar la transferencia de electrones. [ 4 ]

Nitrogenasa

La proteína MoFe es un heterotetrámero que consta de dos subunidades α y dos subunidades β , con una masa de aproximadamente 240-250 kDa. [ 2 ] La proteína MoFe también contiene dos cúmulos de hierro-azufre , conocidos como cúmulos P, ubicados en la interfaz entre las subunidades α y β, y dos cofactores FeMo , dentro de las subunidades α . Anteriormente se pensaba que el estado de oxidación del Mo en estas nitrogenasas era Mo(V), pero evidencia más reciente apunta a Mo(III). [ 5 ] (El molibdeno en otras enzimas generalmente se une a la molibdopterina como Mo(VI) completamente oxidado).

  • El núcleo (Fe 8 S 7 ) del clúster P adopta la forma de dos cubos [Fe 4 S 3 ] unidos por un átomo de azufre central. Cada clúster P está unido a la proteína MoFe mediante seis residuos de cisteína.
  • Cada cofactor FeMo (Fe 7 MoS 9 C) consta de dos grupos no idénticos: [Fe 4 S 3 ] y [MoFe 3 S 3 ], que están unidos por tres iones sulfuro. Cada cofactor FeMo está unido covalentemente a la subunidad α de la proteína mediante un residuo de cisteína y un residuo de histidina .

Los electrones de la proteína Fe ingresan a la proteína MoFe en los clústeres P, que luego transfieren los electrones a los cofactores FeMo. Cada cofactor FeMo actúa entonces como un sitio para la fijación de nitrógeno, con la unión de N₂ en la cavidad central del cofactor.

Variaciones

La proteína MoFe puede ser reemplazada por nitrogenasas alternativas en entornos con bajo contenido del cofactor Mo. Se conocen dos tipos de estas nitrogenasas: el tipo vanadio-hierro (VFe; Vnf ) y el tipo hierro-hierro (FeFe; Anf ). Ambos forman un conjunto de dos subunidades α , dos subunidades β y dos subunidades δ (a veces γ : VnfG/AnfG). Las subunidades delta son homólogas entre sí, y las subunidades alfa y beta son homólogas a las que se encuentran en la nitrogenasa MoFe. Los clústeres de genes también son homólogos, y estas subunidades son intercambiables hasta cierto punto. Todas las nitrogenasas utilizan un clúster central Fe-S similar, y las variaciones se encuentran en el metal del cofactor. [ 6 ] [ 7 ] La subunidad δ / γ ayuda a unir el cofactor en la nitrogenasa FeFe. [ 8 ] Basándose en el momento de su evolución, se cree que la subunidad en las nitrogenasas VFe y FeFe ayudó a la nitrogenasa alternativa prototípica a adaptarse a nuevos metales. [ 9 ]

La mayoría, si no todos, los organismos naturales que portan genes para una nitrogenasa alternativa también portan genes para la nitrogenasa MoFe regular. [ 9 ] [ 10 ] La nitrogenasa MoFe es la más eficiente, ya que consume menos ATP al reducir H + a H 2 que las nitrogenasas alternativas (véase #Mecanismo general más abajo). Cuando Mo está presente, la expresión de las nitrogenasas alternativas se reprime, de modo que solo se utiliza la enzima más eficiente. [ 11 ]

La nitrogenasa FeFe de Azotobacter vinelandii (un organismo modelo para la ingeniería de nitrogenasas) está organizada en un operón anfHDGKOR . Este operón aún requiere algunos de los genes Nif para funcionar. En el laboratorio se ha construido un operón mínimo de 10 genes que incorpora estos genes esenciales adicionales. [ 12 ]

Mecanismo

Nitrogenasa con los sitios catalíticos resaltados. Cada enzima nitrogenasa posee dos conjuntos de sitios catalíticos.
Nitrogenasa con un conjunto de cúmulos metálicos ampliado. Los electrones viajan desde el cúmulo Fe-S (amarillo) al cúmulo P (rojo) y terminan en el FeMo-co (naranja).

Mecanismo general

Sitios catalíticos dentro de la nitrogenasa. Los átomos están coloreados según el elemento. Arriba: Clúster Fe-S. Medio: Clúster P. Abajo: Clúster FeMo-co/M.

La nitrogenasa es una enzima responsable de catalizar la fijación de nitrógeno , que es la reducción de nitrógeno (N₂ ) a amoníaco (NH₃ ) y un proceso vital para el sustento de la vida en la Tierra. [ 13 ] Hay tres tipos de nitrogenasa que se encuentran en varias bacterias fijadoras de nitrógeno: nitrogenasa de molibdeno (Mo), nitrogenasa de vanadio (V) y nitrogenasa de hierro (Fe). [ 14 ] La nitrogenasa de molibdeno, que se puede encontrar en diazotrofos como los rizobios asociados a leguminosas , [ 15 ] [ 16 ] es la nitrogenasa que se ha estudiado más extensamente y, por lo tanto, es la mejor caracterizada. [ 14 ] La nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de hierro se pueden encontrar en ciertas especies de Azotobacter como una nitrogenasa alternativa. [ 15 ] [ 17 ] Las ecuaciones 1 y 2 muestran las reacciones balanceadas de fijación de nitrógeno en la nitrogenasa de molibdeno y la nitrogenasa de vanadio respectivamente.

Los recientes refinamientos del marco cinético de la Mo-nitrogenasa (1) sugieren que el costo energético mínimo de la reducción de N₂ es mayor de lo que se suponía anteriormente, correspondiendo a aproximadamente 25 MgATP por N₂ . Esta revisión se basa en la observación de que la transferencia de electrones de la proteína Fe al cofactor FeMo no siempre es productiva, ya que la regulación conformacional dependiente de MgATP introduce un número significativo de ciclos de transferencia de electrones improductivos. Esto disminuye la eficiencia general del acoplamiento entre la hidrólisis de ATP y la reducción del sustrato, aumentando consecuentemente el requerimiento total de ATP para la catálisis. [ 18 ]

Todas las nitrogenasas son sistemas de dos componentes formados por el Componente I (también conocido como dinitrogenasa) y el Componente II (también conocido como dinitrogenasa reductasa). El Componente I es una proteína MoFe en la nitrogenasa de molibdeno, una proteína VFe en la nitrogenasa de vanadio y una proteína Fe en la nitrogenasa de hierro puro. [ 13 ] El Componente II es una proteína Fe que contiene el clúster Fe-S, el cual transfiere electrones al Componente I. [ 17 ] El Componente I contiene dos clústeres metálicos: el clúster P y el cofactor FeMo (FeMo-co, clúster M). El Mo se reemplaza por V o Fe en la nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de hierro puro, respectivamente. [ 13 ] [ 19 ] Durante la catálisis, se hidrolizan 2 equivalentes de MgATP, lo que ayuda a disminuir el potencial del clúster Fe-S e impulsar la reducción del clúster P, y finalmente al FeMo-co, donde tiene lugar la reducción de N 2 a NH 3 .

Modelo cinético de Lowe-Thorneley

La reducción de nitrógeno a dos moléculas de amoníaco se lleva a cabo en el FeMo-co del Componente I después de la adición secuencial de equivalentes de protón y electrón del Componente II. [ 13 ] Las mediciones de cinética de estado estacionario , congelación rápida y flujo detenido llevadas a cabo en las décadas de 1970 y 1980 por Lowe, Thorneley y otros proporcionaron una base cinética para este proceso. [ 20 ] [ 21 ] El modelo cinético de Lowe-Thorneley (LT) se desarrolló a partir de estos experimentos y documenta las ocho transferencias correlacionadas de protón y electrón requeridas a lo largo de la reacción. [ 13 ] [ 20 ] [ 21 ] Cada etapa intermedia se representa como E n donde n = 0–8, correspondiente al número de equivalentes transferidos. Se requiere la transferencia de cuatro equivalentes antes de la adición productiva de N 2 , aunque la reacción de E 3 con N 2 también es posible. [ 20 ] Cabe destacar que se ha demostrado que la reducción de nitrógeno requiere 8 equivalentes de protones y electrones en lugar de los 6 equivalentes predichos por la reacción química balanceada. [ 22 ]

Niveles intermedios E 0 a E 4

La caracterización espectroscópica de estos intermediarios ha permitido una mayor comprensión de la reducción de nitrógeno por la nitrogenasa; sin embargo, el mecanismo sigue siendo objeto de investigación y debate. A continuación se detallan brevemente los experimentos espectroscópicos realizados con los intermediarios antes de la adición de nitrógeno:

E 0 – Este es el estado de reposo de la enzima antes de que comience la catálisis. La caracterización por resonancia paramagnética electrónica (RPE) muestra que esta especie tiene un espín de 3 / 2 . [ 23 ]

E 1 – El intermedio reducido de un electrón ha sido atrapado durante el ciclo bajo N 2 . La espectroscopia Mӧsbauer del intermedio atrapado indica que el FeMo-co tiene un espín entero mayor que 1. [ 24 ]

Modelo cinético de Lowe-Thorneley para la reducción de nitrógeno a amoníaco por la nitrogenasa.

E 2 – Se propone que este intermedio contiene el clúster metálico en su estado de oxidación de reposo, con los dos electrones añadidos almacenados en un hidruro puente y el protón adicional unido a un átomo de azufre. El aislamiento de este intermedio en enzimas mutadas muestra que el FeMo-co es de alto espín y tiene un espín de 3/2 . [ 25 ]

E 3 – Se propone que este intermedio sea el FeMo-co reducido simple con un hidruro puente y un hidruro. [ 13 ]

E 4 – Denominado intermedio Janus en honor al dios romano de las transiciones , este intermedio se posiciona después de exactamente la mitad de las transferencias de protón de electrón y puede decaer de nuevo a E 0 o continuar con la unión de nitrógeno y terminar el ciclo catalítico. Se propone que este intermedio contiene el FeMo-co en su estado de oxidación de reposo con dos hidruros puente y dos protones unidos al azufre. [ 13 ] Este intermedio se observó por primera vez utilizando técnicas de congelación rápida con una proteína mutada en la que el residuo 70, un aminoácido valina, se reemplaza por isoleucina. [ 26 ] Esta modificación impide el acceso del sustrato al FeMo-co. La caracterización por EPR de este intermedio aislado muestra una nueva especie con un espín de ½. Los experimentos de resonancia doble electrón-nuclear (ENDOR) han proporcionado información sobre la estructura de este intermedio, revelando la presencia de dos hidruros puente. [ 26 ] 95 Mo y 57 Fe ENDOR muestran que los hidruros puentean entre dos centros de hierro. [ 27 ] El recocido criogénico del intermedio atrapado a -20  °C produce la pérdida sucesiva de dos equivalentes de hidrógeno durante la relajación, lo que demuestra que el intermedio aislado es consistente con el estado E 4. [ 13 ] La descomposición de E 4 a E 2 + H 2 y finalmente a E 0 y 2H 2 ha confirmado la señal EPR asociada con el intermedio E 2. [ 13 ]

Los intermedios mencionados sugieren que el cúmulo metálico se cicla entre su estado de oxidación original y un estado reducido simple, almacenándose electrones adicionales en hidruros. Alternativamente, se ha propuesto que cada paso implica la formación de un hidruro y que el cúmulo metálico en realidad cicla entre el estado de oxidación original y un estado oxidado simple. [ 13 ]

Vías distales y alternas para la fijación de N 2

Vías mecanísticas distales frente a alternantes para la fijación de nitrógeno en la nitrogenasa.

Aunque el mecanismo de fijación de nitrógeno previo al complejo Janus E 4 es generalmente aceptado, actualmente existen dos hipótesis sobre la vía exacta en la segunda mitad del mecanismo: la vía "distal" y la vía "alternativa". [ 13 ] [ 28 ] [ 29 ] En la vía distal, el nitrógeno terminal se hidrogena primero, liberando amoníaco, y luego el nitrógeno directamente unido al metal se hidrogena. En la vía alternativa, se agrega un hidrógeno al nitrógeno terminal, y luego un hidrógeno al nitrógeno directamente unido al metal. Este patrón alternante continúa hasta que se libera amoníaco. [ 13 ] [ 28 ] [ 29 ] Debido a que cada vía favorece un conjunto único de intermedios, los intentos de determinar cuál vía es correcta generalmente se han centrado en el aislamiento de dichos intermedios, como el nitrido en la vía distal, [ 30 ] y el diazeno y la hidrazina en la vía alternativa. [ 13 ] Los intentos de aislar los intermediarios en la propia nitrogenasa no han tenido éxito hasta el momento, pero el uso de complejos modelo ha permitido aislar intermediarios que apoyan ambos lados dependiendo del centro metálico utilizado. [ 13 ] Los estudios con Mo generalmente apuntan hacia una vía distal, mientras que los estudios con Fe generalmente apuntan hacia una vía alternante. [ 13 ] [ 28 ] [ 29 ] [ 31 ] [ 32 ]

El apoyo específico para la vía distal proviene principalmente del trabajo de Schrock y Chatt, quienes aislaron con éxito el complejo nitruro utilizando Mo como centro metálico en un complejo modelo. [ 30 ] [ 33 ] El apoyo específico para la vía alternante proviene de algunos estudios. Se ha demostrado que los clústeres modelo de hierro puro reducen catalíticamente N 2 . [ 31 ] [ 32 ] También se ha demostrado que pequeños clústeres de tungsteno siguen una vía alternante para la fijación de nitrógeno. [ 34 ] La nitrogenasa de vanadio libera hidrazina, un intermediario específico del mecanismo alternante. [ 13 ] [ 35 ] Sin embargo, la falta de intermediarios caracterizados en la enzima nativa misma significa que ninguna de las vías se ha probado definitivamente. Además, se ha encontrado que los estudios computacionales apoyan ambos lados, dependiendo de si se asume que el sitio de reacción está en Mo (distal) o en Fe (alternante) en el cofactor MoFe. [ 13 ] [ 28 ] [ 29 ]

Mecanismo de unión del MgATP

La unión de MgATP es uno de los eventos centrales que ocurren en el mecanismo empleado por la nitrogenasa. La hidrólisis del grupo fosfato terminal de MgATP proporciona la energía necesaria para transferir electrones de la proteína Fe a la proteína MoFe. [ 36 ] Las interacciones de unión entre los grupos fosfato de MgATP y los residuos de aminoácidos de la proteína Fe se comprenden bien al compararlas con enzimas similares, mientras que las interacciones con el resto de la molécula son más esquivas debido a la falta de una estructura cristalina de la proteína Fe con MgATP unido (hasta 1996). [ 37 ] Se ha demostrado que tres residuos de proteína tienen interacciones significativas con los fosfatos. [ 20 ] En ausencia de MgATP, existe un puente salino entre el residuo 15, lisina , y el residuo 125, ácido aspártico . [ 37 ] Al unirse, este puente salino se interrumpe. La mutagénesis dirigida al sitio ha demostrado que cuando la lisina se sustituye por una glutamina , la afinidad de la proteína por MgATP se reduce considerablemente [ 38 ] y cuando la lisina se sustituye por una arginina , MgATP no puede unirse debido a que el puente salino es demasiado fuerte. [ 39 ] La necesidad de ácido aspártico específico en el sitio 125 se ha demostrado al observar una reactividad alterada tras la mutación de este residuo a ácido glutámico . [ 40 ] Se ha demostrado que el residuo 16, serina, se une a MgATP. Se utilizó mutagénesis dirigida al sitio para demostrar este hecho. [ 40 ] Esto ha llevado a un modelo en el que la serina permanece coordinada al ion Mg2 + después de la hidrólisis del fosfato para facilitar su asociación con un fosfato diferente de la molécula de ADP ahora. [ 41 ] La unión de MgATP también induce cambios conformacionales significativos dentro de la proteína Fe. [ 20 ] Se empleó mutagénesis dirigida para crear mutantes en los que el MgATP se une pero no induce un cambio conformacional. [ 42 ] La comparación de los datos de dispersión de rayos X en los mutantes frente a la proteína de tipo silvestre llevó a la conclusión de que toda la proteína se contrae al unirse al MgATP, con una disminución del radio de aproximadamente 2,0 Å. [ 42 ]

Otros detalles mecanísticos

Muchos aspectos mecanísticos de la catálisis siguen siendo desconocidos. No se ha publicado ningún análisis cristalográfico del sustrato unido a la nitrogenasa.

La nitrogenasa es capaz de reducir el acetileno, pero es inhibida por el monóxido de carbono, que se une a la enzima y, por lo tanto, impide la unión del dinitrógeno. El dinitrógeno impide la unión del acetileno, pero el acetileno no inhibe la unión del dinitrógeno y requiere solo un electrón para la reducción a etileno . [ 43 ] Debido a las propiedades oxidantes del oxígeno , la mayoría de las nitrogenasas son inhibidas irreversiblemente por el dioxígeno , que oxida degradativamente los cofactores Fe-S. Esto requiere mecanismos para que los fijadores de nitrógeno protejan a la nitrogenasa del oxígeno in vivo . A pesar de este problema, muchos utilizan el oxígeno como aceptor terminal de electrones para la respiración. Aunque la capacidad de algunos fijadores de nitrógeno como Azotobacteraceae para emplear una nitrogenasa lábil al oxígeno en condiciones aeróbicas se ha atribuido a una alta tasa metabólica , que permite la reducción de oxígeno en la membrana celular , la efectividad de dicho mecanismo se ha cuestionado en concentraciones de oxígeno superiores a 70 μM (la concentración ambiental es de 230 μM O₂ ) , así como durante limitaciones de nutrientes adicionales. [ 44 ] La MoFe-nitrogenasa en Azotobacter vinelandii está protegida del daño oxidativo por una pequeña proteína similar a la ferredoxina llamada proteína Shethna II (FeSII). Bajo estrés oxidativo , el clúster [Fe₂ - S₂ ] en FeSII se oxida, lo que desencadena la formación de un complejo filamentoso que involucra a FeSII y las subunidades Fe y MoFe de la nitrogenasa. Este complejo bloquea la nitrogenasa en un estado inactivo, pero conformacionalmente protegido. Este mecanismo reversible de “apagado”, impulsado por un cambio conformacional sensible al redox en FeSII, es una estrategia clave que el organismo utiliza para proteger la nitrogenasa del daño causado por el oxígeno. [ 45 ] [ 46 ] Una molécula que se encuentra en los nódulos fijadores de nitrógeno de las plantas leguminosas, la leghemoglobina , que puede unirse al dioxígeno a través de un grupo prostético hemo , desempeña un papel crucial en la amortiguación del O 2 en el sitio activo de la nitrogenasa, al tiempo que permite una respiración eficiente. [ 47 ]

Reacciones no específicas

Además de la reducción de dinitrógeno, las nitrogenasas también reducen protones a dihidrógeno , lo que significa que la nitrogenasa también es una deshidrogenasa . A continuación se muestra una lista de otras reacciones llevadas a cabo por las nitrogenasas: [ 48 ] [ 49 ]

HC≡CH → H 2 C=CH 2
N – =N + =O → N 2 + H 2 O
N=N=N – → N 2 + NH 3
C≡N −→ CH 4 , NH 3 , H 3 C–CH 3 , H 2 C=CH 2 (CH 3 NH 2 )
N≡C–R → RCH 3 + NH 3
C≡N–R → CH 4 , H 3 C–CH 3 , H 2 C=CH 2 , C 3 H 8 , C 3 H 6 , RNH 2
O=C=S → CO + H 2 S [ 50 ] [ 51 ]
O=C=O → CO + H 2 O [ 50 ]
S=C=N – → H 2 S + HCN [ 51 ]
O=C=N – → H 2 O + HCN , CO + NH 3 [ 51 ]

Además, el dihidrógeno funciona como un inhibidor competitivo , [ 52 ] el monóxido de carbono funciona como un inhibidor no competitivo , [ 48 ] [ 49 ] y el disulfuro de carbono funciona como un inhibidor de equilibrio rápido [ 50 ] de la nitrogenasa.

También se ha demostrado que las nitrogenasas de vanadio catalizan la conversión de CO en alcanos mediante una reacción comparable a la síntesis de Fischer-Tropsch .

Organismos que sintetizan nitrogenasa

Existen dos tipos de bacterias que sintetizan nitrogenasa y que son necesarias para la fijación de nitrógeno. Estas son:

Evolución

Evolución interna

Las nitrogenasas se dividen en tres grupos, clados o clases, denominados con números romanos del I al III. Las nitrogenasas alternativas se encuentran anidadas en la clase III. Esta misma agrupación se recupera de la comparación de secuencias, [ 53 ] así como de la comparación de estructuras predichas por AlphaFold 2. Nif-I se encuentra principalmente en diazotrofos aerobios o al menos anaerobios facultativos con grandes familias de genes Nif, mientras que los otros dos tipos se encuentran casi exclusivamente en diazotrofos anaerobios con redes genéticas más pequeñas. [ 54 ] (Las nitrogenasas alternativas rompen este patrón, ya que se encuentran coexistiendo con los grupos I y II). [ 55 ] El grupo I no puede haber divergido hace más de 2,5 gigaaños según la cronología del Gran Evento de Oxidación . [ 53 ]

Se ha utilizado la reconstrucción de secuencias ancestrales para reconstruir dos nitrogenasas del grupo I: Anc2, que representa el ancestro de todas las nitrogenasas muestreadas en Gammaproteobacteria , y Anc1, que representa un grupo más pequeño formado alrededor de Azotobacter vinelandii , Agaribacterium haliotis y muestras ambientales. Estas funcionan más lentamente que la versión moderna de A. vinelandii, pero mantienen una eficiencia similar en el uso de ATP (la relación entre el H₂ formado y el N₂ reducido permanece prácticamente sin cambios en torno a 2,1, con la excepción de Anc1B, que es más eficiente). [ 53 ]

Similitud con otras proteínas

Los genes Nif incluyen una madurasa NifEN responsable de ensamblar el precursor del clúster P, denominado clúster O, y transferirlo a NifDK . También es donde se ensambla el clúster M con la ayuda del componente II de la nitrogenasa NifH , antes de ser transferido a NifDK . Su estructura es bastante similar a la del componente I de la nitrogenasa NifDK , excepto que generalmente contiene un clúster P y un clúster L (el precursor del clúster M). Cuando NifEN de A. vinelandii se expresa en E. coli con el componente II NifH , la combinación resultante de proteínas demuestra funcionar como una nitrogenasa in vivo , impulsando el crecimiento de E. coli transformada en un medio deficiente en nitrógeno. La ferredoxina YfhL , presente de forma natural en E. coli , puede funcionar con NifH . [ 56 ] Entre los organismos que contienen un Nif del Grupo III , NifN solo se encuentra en arqueas. La razón no está clara. [ 55 ]

Una interpretación de la capacidad de fijación de nitrógeno de NifEN y su similitud con NifDK es que solía haber una sola nitrogenasa con clústeres P y L, antes de que la duplicación genética y el aumento de las cantidades de Mo disponibles después del Gran Evento de Oxidación permitieran que la situación actual evolucionara (una copia se convirtió en NifEN con la ganancia del clúster M, la otra se convirtió en NifDK con la pérdida del clúster P). Los datos isotópicos sugieren que la fijación de nitrógeno basada en Mo no es más joven que 3,2 gigaaños . También hay una similitud entre las subunidades α y β en la nitrogenasa, su madurasa y proteínas relacionadas; las dos mitades podrían haber sido un solo gen de función desconocida en un principio y se duplicaron antes de que la nitrogenasa divergiera de BChNB. [ 57 ] Un gran estudio de 2022 apoya en gran medida la visión de que NifEN y NifDK se formaron por duplicación. [ 55 ]

Las tres subunidades de la nitrogenasa presentan una similitud de secuencia significativa con tres subunidades de la versión independiente de la luz de la protoclorofilida reductasa (DPOR, (ChlNB) ₂ + ChlL₂ ) que cataliza la conversión de protoclorofilida en clorofila . Esta proteína está presente en gimnospermas , algas y bacterias fotosintéticas, pero se ha perdido en las angiospermas durante la evolución. La similitud estructural la sitúa en la misma superfamilia que la nitrogenasa. [ 58 ] La enzima para la bacterioclorofila es similar y se denomina clorofilida oxidorreductasa (COR, (BchNB) ₂ + BchL₂ o (BchYZ) ₂ + BchX₂ ) . [ 59 ]

Por separado, dos de las subunidades de la nitrogenasa (NifD y NifH) tienen homólogos en metanógenos que no fijan nitrógeno, por ejemplo, Methanocaldococcus jannaschii . [ 60 ] Se sabe poco sobre la función de estos genes nif de "clase IV" a partir de 2004, [ 61 ] aunque se encuentran en muchos metanógenos. En M. jannaschii se sabe que interactúan entre sí y se expresan constitutivamente. [ 60 ] Los Nif del "grupo IV" están más cerca de Nif -I/II/III (las nitrogenasas reales) que DPOR y COR. No tienen la duplicación DK vs EN. El grupo se ha considerado previamente parafilético, pero un análisis más reciente lo encuentra monofilético . Hay dos tipos de funciones conocidas: el tipo CfbC produce la coenzima F430 y el tipo Mar puede producir metionina, etileno y metano. [ 55 ]

Medición de la actividad de la nitrogenasa

Como ocurre con muchos ensayos de actividad enzimática, es posible estimar la actividad de la nitrogenasa midiendo la tasa de conversión del sustrato (N₂ ) al producto (NH₃ ) . Dado que el NH₃ participa en otras reacciones celulares, suele ser conveniente marcar el sustrato con ¹⁵N para llevar un registro o "balance de masa" del sustrato añadido. Un ensayo más común, el ensayo de reducción de acetileno o ARA, estima la actividad de la nitrogenasa aprovechando la capacidad de la enzima para reducir el gas acetileno a gas etileno. Estos gases se cuantifican fácilmente mediante cromatografía de gases. [ 62 ] Aunque se utilizó inicialmente en un laboratorio para medir la actividad de la nitrogenasa en extractos de células de Clostridium pasteurianum , el ARA se ha aplicado a una amplia gama de sistemas de ensayo, incluidos estudios de campo donde otras técnicas son difíciles de implementar. Por ejemplo, el ARA se utilizó con éxito para demostrar que las bacterias asociadas a las raíces del arroz presentan ritmos estacionales y diurnos en la actividad de la nitrogenasa, que aparentemente estaban controlados por la planta. [ 63 ]

Desafortunadamente, la conversión de datos de ensayos de nitrogenasa a moles reales de N₂ reducido (particularmente en el caso de ARA) no siempre es sencilla y puede subestimar o sobreestimar la tasa real por diversas razones. Por ejemplo, el H₂ compite con el N₂ pero no con el acetileno por la nitrogenasa (lo que lleva a sobreestimaciones de la nitrogenasa por ARA). Los ensayos en frascos o cámaras pueden tener impactos negativos en los sistemas microbianos como resultado de la contención o la alteración del microambiente durante la manipulación, lo que lleva a una subestimación de la nitrogenasa. A pesar de estas limitaciones, dichos ensayos son muy útiles para evaluar tasas relativas o patrones temporales en la actividad de la nitrogenasa.

Véase también

Referencias

  1. ↑ Modak JM (2002). "Proceso Haber para la síntesis de amoníaco". Resonance . 7 (9): 69– 77. doi : 10.1007/bf02836187 . S2CID 195305228 . 
  2. 1 2 Burges BK, Lowe DJ (1996). "Mecanismo de la nitrogenasa de molibdeno". Chemical Reviews . 96 (7): 2983– 3011. doi : 10.1021/cr950055x . PMID 11848849 . 
  3. ↑ Alleman AB, Peters JW (2023). "Mecanismos para generar electrones de bajo potencial en toda la diversidad metabólica de bacterias fijadoras de nitrógeno" . Appl Environ Microbiol . 89 (5): e00378-23. Bibcode : 2023ApEnM..89E.378A . doi : 10.1128/aem.00378-23 . PMC 10231201. PMID 37154716 .  
  4. ↑ Lawson DM, Smith BE (2002). "Neutrofasas de molibdeno: una visión cristalográfica y mecanicista". Iones metálicos en sistemas biológicos . 39 : 75–119 . PMID 11913144 . 
  5. ^ Bjornsson R, Delgado-Jaime MU, Lima FA, Sippel D, Schlesier J, Weyhermüller T, Einsle O, Neese F, DeBeer S (2015). "Espectros XAS de molibdeno L-Edge de MoFe nitrogenasa" . Z Anorg Allg Chem . 641 (1): 65– 71. doi : 10.1002/zaac.201400446 . PMC 4510703 . PMID 26213424 .  
  6. ↑ Hales BJ (2004). "Vanadium Nitrogenase". Catalysts for Nitrogen Fixation: Nitrogenases, Relevant Chemical Models and Commercial Processes . Springer Netherlands. pp. 255–279 . doi : 10.1007/978-1-4020-3611-8_10 . ISBN  978-1-4020-3611-8.
  7. ↑ Schneider K, Mueller A (2004). «Nitrogenasa de hierro puro: características catalíticas, estructurales y espectroscópicas excepcionales». Catalizadores para la fijación de nitrógeno: nitrogenasas, modelos químicos relevantes y procesos comerciales . Springer Netherlands. pp. 281–307 . doi : 10.1007/978-1-4020-3611-8_11 . ISBN  978-1-4020-3611-8.
  8. 1 2 3 Schmidt, Federico V.; Schulz, Luca; Zarzycki, enero; Príncipe, Simone; Oehlmann, Niels N.; Erb, Tobías J.; Rebelein, Johannes G. (enero de 2024). "Conocimientos estructurales sobre el complejo de hierro nitrogenasa" . Naturaleza Biología estructural y molecular . 31 (1): 150– 158. doi : 10.1038/s41594-023-01124-2 . PMC 10803253 . PMID 38062208 .  
  9. 1 2 Cuevas-Zuviría, Bruno; Garcia, Amanda K; Rivier, Alex J; Rucker, Holly R; Carruthers, Brooke M; Kaçar, Betül (2 de abril de 2024). "Surgimiento de una proteína nitrogenasa huérfana tras la oxigenación atmosférica" . Biología molecular y evolución . 41 (4). doi : 10.1093/molbev/msae067 . PMC 11018506. PMID 38526235 .  
  10. ↑ McRose, Darcy L.; Zhang, Xinning; Kraepiel, Anne ML; Morel, François MM (28 de febrero de 2017). " Diversidad y actividad de nitrogenasas alternativas en genomas secuenciados y entornos costeros" . Frontiers in Microbiology . 8 : 267. doi : 10.3389/fmicb.2017.00267 . PMC 5328986. PMID 28293220 .  
  11. ↑ Mus, F; Alleman, AB; Pence, N; Seefeldt, LC; Peters, JW (25 de abril de 2018). "Explorando las alternativas de la fijación biológica de nitrógeno". Metallomics : Integrated Biometal Science . 10 (4): 523– 538. doi : 10.1039/c8mt00038g . OSTI 1434118. PMID 29629463 .  
  12. ↑ Yang J, Xie X, Wang X, Dixon R, Wang YP (septiembre de 2014). "Reconstrucción y requisitos genéticos mínimos para la nitrogenasa alternativa de solo hierro en Escherichia coli" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 111 (35): E3718-25. Bibcode : 2014PNAS..111E3718Y . doi : 10.1073/pnas.1411185111 . PMC 4156695. PMID 25139995 .  
  13. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 Hoffman BM, Lukoyanov D, Yang ZY, Dean DR, Seefeldt LC (abril de 2014). " Mecanismo de fijación de nitrógeno por nitrogenasa: la siguiente etapa" . Chemical Reviews . 114 (8): 4041– 62. doi : 10.1021/cr400641x . PMC 4012840. PMID 24467365 .  
  14. 1 2 Peters JW, Szilagyi RK (abril de 2006). "Explorando nuevas fronteras de la estructura y el mecanismo de la nitrogenasa". Current Opinion in Chemical Biology . Química bioinorgánica / Biocatálisis y biotransformación. 10 (2): 101– 8. doi : 10.1016/j.cbpa.2006.02.019 . PMID 16510305 . 
  15. 1 2 Rubio LM, Ludden PW (2008). "Biosíntesis del cofactor hierro-molibdeno de la nitrogenasa" . Annual Review of Microbiology . 62 (1): 93– 111. doi : 10.1146/annurev.micro.62.081307.162737 . PMID 18429691 . 
  16. ↑ Franche C, Lindström K, Elmerich C (diciembre de 2008). "Bacterias fijadoras de nitrógeno asociadas con plantas leguminosas y no leguminosas". Plant and Soil . 321 ( 1–2 ): 35–59 . doi : 10.1007/s11104-008-9833-8 . ISSN 0032-079X . S2CID 10892514 .  
  17. 1 2 Schneider K, Müller A (enero de 2004). Smith BE, Richards RL, Newton WE (eds.). Catalizadores para la fijación de nitrógeno . Fijación de nitrógeno: orígenes, aplicaciones y progreso de la investigación. Springer Netherlands. págs. 281–307 . doi : 10.1007/978-1-4020-3611-8_11 . ISBN  978-90-481-6675-6.
  18. ↑ Harris, Derek F.; Dean, Dennis R.; Hoffman, Brian M.; Raugei, Simone; Seefeldt, Lance C. (15 de octubre de 2025). "Hacia un modelo cinético unificado de la catálisis de la nitrogenasa" . ACS Catalysis : 17893–17908 . doi : 10.1021/acscatal.5c05136 .
  19. ↑ Schmidt, Frederik V.; Schulz, Luca; Zarzycki, Jan; Prinz, Simone; Oehlmann, Niels N.; Erb, Tobias J.; Rebelein, Johannes G. (2023-12-07). " Perspectivas estructurales sobre el complejo de la nitrogenasa de hierro" . Nature Structural & Molecular Biology . 31 (1): 150– 158. doi : 10.1038/s41594-023-01124-2 . ISSN 1545-9985 . PMC 10803253. PMID 38062208 .   
  20. 1 2 3 4 5 Burgess BK, Lowe DJ (noviembre de 1996). "Mecanismo de la nitrogenasa de molibdeno". Chemical Reviews . 96 (7): 2983– 3012. doi : 10.1021/cr950055x . PMID 11848849 . 
  21. 1 2 Wilson PE, Nyborg AC, Watt GD (julio de 2001). "Duplicación y extensión del modelo cinético de Thorneley y Lowe para la catálisis de la nitrogenasa de Klebsiella pneumoniae utilizando una plataforma de software MATHEMATICA". Biophysical Chemistry . 91 (3): 281– 304. doi : 10.1016/S0301-4622(01)00182-X . PMID 11551440 . 
  22. ↑ Simpson FB, Burris RH (junio de 1984). "Una presión de nitrógeno de 50 atmósferas no impide la evolución de hidrógeno por la nitrogenasa". Science . 224 (4653): 1095–7 . Bibcode : 1984Sci...224.1095S . doi : 10.1126/science.6585956 . PMID 6585956 . 
  23. ↑ Barney BM, Lee HI, Dos Santos PC, Hoffman BM, Dean DR, Seefeldt LC (mayo de 2006). "Rompiendo el triple enlace N2: perspectivas sobre el mecanismo de la nitrogenasa". Dalton Transactions (19): 2277–84 . doi : 10.1039/B517633F . PMID 16688314 . 
  24. ↑ Yoo SJ, Angove HC, Papaefthymiou V, Burgess BK, Münck E (mayo de 2000). "Estudio Mössbauer de la proteína MoFe de la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii mediante enriquecimiento selectivo de 57Fe de los centros M". Journal of the American Chemical Society . 122 (20): 4926– 4936. Bibcode : 2000JAChS.122.4926Y . doi : 10.1021/ja000254k .
  25. ↑ Lukoyanov D, Barney BM, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (enero de 2007). "Conexión de los intermediarios de la nitrogenasa con el esquema cinético para la reducción de N2 mediante un protocolo de relajación e identificación del estado de unión de N2" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 104 (5): 1451– 5. Bibcode : 2007PNAS..104.1451L . doi : 10.1073/pnas.0610975104 . PMC 1785236. PMID 17251348 .  
  26. 1 2 Igarashi RY, Laryukhin M, Dos Santos PC, Lee HI, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (mayo de 2005). "Atrapamiento de H- unido al sitio activo del cofactor FeMo de la nitrogenasa durante la evolución de H2: caracterización mediante espectroscopia ENDOR". Journal of the American Chemical Society . 127 (17): 6231– 41. Bibcode : 2005JAChS.127.6231I . doi : 10.1021/ja043596p . PMID 15853328 . 
  27. ↑ Doan PE, Telser J, Barney BM, Igarashi RY, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (noviembre de 2011). "La espectroscopia ENDOR de 57Fe y el análisis del 'inventario de electrones' del intermedio de la nitrogenasa E4 sugieren que el núcleo de iones metálicos del cofactor FeMo circula a través de un solo par redox" . Journal of the American Chemical Society . 133 (43): 17329–40 . Bibcode : 2011JAChS.13317329D . doi : 10.1021/ja205304t . PMC 3232045. PMID 21980917 .  
  28. 1 2 3 4 Neese F (diciembre de 2005). "El ciclo de Yandulov/Schrock y la reacción de la nitrogenasa: vías de fijación de nitrógeno estudiadas mediante la teoría del funcional de la densidad". Angewandte Chemie . 45 (2): 196– 9. doi : 10.1002/anie.200502667 . PMID 16342309 . 
  29. 1 2 3 4 Hinnemann B, Nørskov JK (2008). "Catálisis por enzimas: la síntesis biológica de amoníaco". Temas en catálisis . 37 (1): 55– 70. doi : 10.1007/s11244-006-0002-0 . S2CID 93357657 . 
  30. 1 2 Schrock RR (diciembre de 2005). "Reducción catalítica de dinitrógeno a amoníaco en un único centro de molibdeno" . Accounts of Chemical Research . 38 (12): 955– 62. doi : 10.1021/ar0501121 . PMC 2551323. PMID 16359167 .  
  31. 1 2 Rodriguez MM, Bill E, Brennessel WW, Holland PL (noviembre de 2011). "Reducción de N₂ e hidrogenación a amoníaco por un complejo molecular de hierro-potasio" . Science . 334 ( 6057): 780–3 . Bibcode : 2011Sci...334..780R . doi : 10.1126/science.1211906 . PMC 3218428. PMID 22076372 .  
  32. 1 2 Anderson JS, Rittle J, Peters JC (septiembre de 2013). "Conversión catalítica de nitrógeno a amoníaco por un complejo modelo de hierro" . Nature . 501 ( 7465): 84– 7. Bibcode : 2013Natur.501...84A . doi : 10.1038/nature12435 . PMC 3882122. PMID 24005414 .  
  33. ↑ Chatt J, Dilworth JR, Richards RL (1978). "Avances recientes en la química de la fijación de nitrógeno". Chem. Rev. 78 ( 6): 589– 625. doi : 10.1021/cr60316a001 .
  34. ↑ Murakami J, Yamaguchi W (2012-05-14). "La reducción de N2 por cúmulos de tungsteno soportados proporciona un modelo del proceso por nitrogenasa" . Scientific Reports . 2 407. Bibcode : 2012NatSR...2..407M . doi : 10.1038/srep00407 . PMC 3350986. PMID 22586517 .  
  35. ↑ Dilworth MJ, Eady RR (julio de 1991). "La hidrazina es un producto de la reducción del dinitrógeno por la vanadio-nitrogenasa de Azotobacter chroococcum" . The Biochemical Journal . 277 (2): 465–8 . doi : 10.1042/bj2770465 . PMC 1151257. PMID 1859374 .  
  36. ↑ Hageman RV, Burris RH (junio de 1978). "La nitrogenasa y la nitrogenasa reductasa se asocian y disocian con cada ciclo catalítico" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 75 (6): 2699–702 . Bibcode : 1978PNAS...75.2699H . doi : 10.1073/pnas.75.6.2699 . PMC 392630. PMID 275837 .  
  37. 1 2 Georgiadis MM, Komiya H, Chakrabarti P, Woo D, Kornuc JJ, Rees DC (septiembre de 1992). "Estructura cristalográfica de la proteína de hierro nitrogenasa de Azotobacter vinelandii". Science . 257 (5077): 1653– 9. Bibcode : 1992Sci...257.1653G . doi : 10.1126/science.1529353 . PMID 1529353 . 
  38. ↑ Seefeldt LC, Morgan TV, Dean DR, Mortenson LE (abril de 1992). "Mapeo del/los sitio(s) de interacción de MgATP y MgADP con la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii. La lisina 15 de la proteína de hierro juega un papel importante en la interacción con MgATP" . The Journal of Biological Chemistry . 267 (10): 6680–8 . doi : 10.1016/S0021-9258(19)50480-X . PMID 1313018 . 
  39. ↑ Ryle MJ, Lanzilotta WN, Mortenson LE, Watt GD, Seefeldt LC (junio de 1995). "Evidencia de un papel central de la lisina 15 de la proteína de hierro de la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii en la unión de nucleótidos y cambios conformacionales de la proteína" . The Journal of Biological Chemistry . 270 (22): 13112– 7. doi : 10.1074/jbc.270.22.13112 . PMID 7768906 . 
  40. 1 2 Wolle D, Dean DR, Howard JB (noviembre de 1992). "Transducción de señales de clústeres de hierro-azufre de nucleótidos en la proteína de hierro de la nitrogenasa: el papel de Asp125". Science . 258 (5084): 992– 5. Bibcode : 1992Sci...258..992W . doi : 10.1126/science.1359643 . PMID 1359643 . 
  41. ↑ Cohn, Mildred; Hughes, Thomas R. (1962). "Espectros de resonancia magnética nuclear del difosfato y trifosfato de adenosina" . Journal of Biological Chemistry . 237 : 176–181 . doi : 10.1016/S0021-9258(18)81382-5 .
  42. 1 2 Chen L, Gavini N, Tsuruta H, Eliezer D, Burgess BK, Doniach S, Hodgson KO (febrero de 1994). "Cambios conformacionales inducidos por MgATP en la proteína de hierro de Azotobacter vinelandii, estudiados mediante dispersión de rayos X de ángulo pequeño" . The Journal of Biological Chemistry . 269 (5): 3290– 4. doi : 10.1016/S0021-9258(17)41861-8 . PMID 8106367 . 
  43. ↑ Seefeldt LC, Dance IG, Dean DR (febrero de 2004). "Interacciones del sustrato con la nitrogenasa: Fe versus Mo". Biochemistry . 43 (6): 1401– 9. doi : 10.1021/bi036038g . PMID 14769015 . 
  44. ↑ Oelze J (octubre de 2000). "Protección respiratoria de la nitrogenasa en especies de Azotobacter: ¿es una hipótesis ampliamente aceptada respaldada inequívocamente por evidencia experimental?" . FEMS Microbiology Reviews . 24 (4): 321–33 . doi : 10.1111/j.1574-6976.2000.tb00545.x . PMID 10978541 . 
  45. ^ Franke, Philipp; Freiberger, Simón; Zhang, Lin; Einsle, Oliver (23 de enero de 2025). "Protección conformacional de la nitrógenoasa de molibdeno por la proteína Shethna II" . Naturaleza . 637 (8047): 998– 1004. doi : 10.1038/s41586-024-08355-3 . ISSN 0028-0836 . PMC 11754109 . PMID 39779845 .   
  46. ↑ Schlesier, Julia; Rohde, Michael; Gerhardt, Stefan; Einsle, Oliver (13 de enero de 2016). "Un interruptor conformacional activa la protección de la nitrogenasa contra el daño del oxígeno por la proteína Shethna II (FeSII)" . Journal of the American Chemical Society . 138 (1): 239–247 . doi : 10.1021/jacs.5b10341 . ISSN 0002-7863 . 
  47. ↑ Ott, Thomas; van Dongen, Joost T.; Gu¨nther, Catrin; Krusell, Lene; Desbrosses, Guilhem; Vigeolas, Helene; Bock, Vivien; Czechowski, Tomasz; Geigenberger, Peter; Udvardi, Michael K. (29 de marzo de 2005). "Las leghemoglobinas simbióticas son cruciales para la fijación de nitrógeno en los nódulos radiculares de las leguminosas, pero no para el crecimiento y desarrollo general de la planta". Current Biology . 15 (6): 531– 535. Bibcode : 2005CBio...15..531O . doi : 10.1016/j.cub.2005.01.042 . ISSN 0960-9822 . PMID 15797021 . El análisis fisiológico de los nódulos de las plantas LbRNAi reveló la contribución crucial de las leghemoglobinas para establecer bajas concentraciones de oxígeno libre pero un alto nivel energético en los nódulos, condiciones necesarias para una fijación simbiótica de nitrógeno eficaz.  
  48. 1 2 Rivera-Ortiz JM, Burris RH (agosto de 1975). "Interacciones entre sustratos e inhibidores de la nitrogenasa" . Journal of Bacteriology . 123 (2): 537– 45. doi : 10.1128/JB.123.2.537-545.1975 . PMC 235759. PMID 1150625 .  
  49. 1 2 Schrauzer GN (agosto de 1975). "Simulación no enzimática de las reacciones de la nitrogenasa y el mecanismo de la fijación biológica de nitrógeno". Angewandte Chemie . 14 (8): 514– 22. doi : 10.1002/anie.197505141 . PMID 810048 . 
  50. 1 2 3 Seefeldt LC, Rasche ME, Ensign SA (abril de 1995). "Sulfuro de carbonilo y dióxido de carbono como nuevos sustratos, y disulfuro de carbono como nuevo inhibidor, de la nitrogenasa". Biochemistry . 34 (16): 5382– 9. doi : 10.1021/bi00016a009 . PMID 7727396 . 
  51. 1 2 3 Rasche ME, Seefeldt LC (julio de 1997). "Reducción de tiocianato, cianato y disulfuro de carbono por nitrogenasa: caracterización cinética y análisis espectroscópico EPR". Biochemistry . 36 (28): 8574– 85. doi : 10.1021/bi970217e . PMID 9214303 . 
  52. ↑ Guth JH, Burris RH (octubre de 1983). "Inhibición de la formación de NH3 catalizada por la nitrogenasa mediante H2". Biochemistry . 22 (22): 5111– 22. doi : 10.1021/bi00291a010 . PMID 6360203 . 
  53. 1 2 3 Garcia, Amanda K; Harris, Derek F; Rivier, Alex J; Carruthers, Brooke M; Pinochet-Barros, Azul; Seefeldt, Lance C; Kaçar, Betül (17 de febrero de 2023). " Resurrección de la nitrogenasa y la evolución de un mecanismo enzimático singular" . eLife . 12. Bibcode : 2023eLife..1285003G . doi : 10.7554 /eLife.85003 . PMC 9977276. PMID 36799917 .  
  54. ↑ Cuevas-Zuviría, Bruno; Detemplo, Franka; Amritkar, Kaustubh; García, Amanda K.; Seefeldt, Lance C.; Einsle, Oliver; Kaçar, Betül (9 de abril de 2025). "Evolución estructural de la nitrógenoasa a lo largo de la historia de la Tierra" . eVida . 14 . doi : 10.7554/eLife.105613.1 .
  55. 1 2 3 4 Pi, Hong-Wei; Lin, Jinn-Jy; Chen, Chi-An; Wang, Po-Hsiang; Chiang, Yin-Ru; Huang, Chieh-Chen; Young, Chiu-Chung; Li, Wen-Hsiung (1 de septiembre de 2022). "Origen y evolución de la fijación de nitrógeno en procariotas" . Biología molecular y evolución . 39 (9). doi : 10.1093/molbev/msac181 . PMC 9447857. PMID 35993177 .  
  56. ^ Liu, Yiling A.; Lee, Chi Chung; Górecki, Kamil; Stiebritz, Martín T.; Duffin, Calder; Salomón, José B.; Ribbe, Markus W.; Hu, Yilin (2 de mayo de 2025). "Síntesis heteróloga de un análogo de nitrogenasa simplificado en Escherichia coli" . Avances científicos . 11 (18) eadw6785. Código Bib : 2025SciA...11.6785L . doi : 10.1126/sciadv.adw6785 . PMC 12047441 . PMID 40315313 .  
  57. ^ Lee, Chi Chung; Górecki, Kamil; Stang, Martín; Ribbe, Markus W.; Hu, Yilin (14 de junio de 2024). "Cofactor madurasa NifEN: ¿Un prototipo de nitrogenasa antigua?" . Avances científicos . 10 (24) eado6169. Código Bib : 2024SciA...10O6169L . doi : 10.1126/sciadv.ado6169 . PMC 11168457 . PMID 38865457 .  
  58. ↑ Li J, Goldschmidt-Clermont M, Timko MP (diciembre de 1993). "El gen chlB codificado en el cloroplasto es necesario para la actividad de la protoclorofilida reductasa independiente de la luz en Chlamydomonas reinhardtii" . The Plant Cell . 5 (12): 1817–29 . doi : 10.1105/tpc.5.12.1817 . PMC 160407. PMID 8305874 .  
  59. ↑ Wätzlich, D; Bröcker, MJ; Uliczka, F; Ribbe, M; Virus, S; Jahn, D; Moser, J (5 de junio de 2009). "Enzimas quiméricas similares a la nitrogenasa de la biosíntesis de (bacterio)clorofila" . The Journal of Biological Chemistry . 284 (23): 15530– 40. doi : 10.1074/jbc.M901331200 . PMC 2708849. PMID 19336405 .  
  60. 1 2 Staples CR, Lahiri S, Raymond J, Von Herbulis L, Mukhophadhyay B, Blankenship RE (octubre de 2007). "Expresión y asociación de los homólogos de la nitrogenasa del grupo IV NifD y NifH en la arquea no fijadora de nitrógeno Methanocaldococcus jannaschii" . Journal of Bacteriology . 189 (20): 7392–8 . doi : 10.1128/JB.00876-07 . PMC 2168459. PMID 17660283 .  
  61. ↑ Raymond J, Siefert JL, Staples CR, Blankenship RE (marzo de 2004). "La historia natural de la fijación de nitrógeno" . Biología molecular y evolución . 21 (3): 541– 54. doi : 10.1093/molbev/msh047 . PMID 14694078 . 
  62. ↑ Dilworth MJ (octubre de 1966). "Reducción de acetileno por preparaciones fijadoras de nitrógeno de Clostridium pasteurianum". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects . 127 (2): 285– 94. doi : 10.1016/0304-4165(66)90383-7 . PMID 5964974 . 
  63. ↑ Sims GK, Dunigan EP (1984). "Variaciones diurnas y estacionales en la actividad de la nitrogenasa (reducción de C 2 H 2 ) de las raíces del arroz". Soil Biology and Biochemistry . 16 : 15– 18. doi : 10.1016/0038-0717(84)90118-4 .

Lecturas adicionales

  • Zumft WG, Mortenson LE (marzo de 1975). "El complejo fijador de nitrógeno de las bacterias". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Bioenergetics . 416 (1): 1– 52. doi : 10.1016/0304-4173(75)90012-9 . PMID 164247 . 
  • Logotipo de Wikimedia CommonsContenido multimedia relacionado con la nitrogenasa en Wikimedia Commons.