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Proteínas de la membrana del eritrocito separadas mediante SDS-PAGE según sus masas moleculares. La electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio ( SDS-PAG...

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Proteínas de la membrana del eritrocito separadas mediante SDS-PAGE según sus masas moleculares.

La electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio ( SDS-PAGE ) es un sistema electroforético discontinuo desarrollado por Ulrich K. Laemmli que se utiliza comúnmente para separar proteínas con masas moleculares entre 5 y 250 kDa . [ 1 ] [ 2 ] El uso combinado de dodecilsulfato de sodio (SDS, también conocido como laurilsulfato de sodio) y gel de poliacrilamida elimina la influencia de la estructura y la carga, y las proteínas se separan por diferencias en su tamaño. Al menos hasta 2025, la publicación que la describe fue el artículo más citado de un solo autor y el segundo más citado en general, con más de 259 000 citas. [ 2 ] [ 3 ]

Propiedades

Desplegamiento de una proteína con SDS
Desplegamiento de una proteína con calor

La SDS-PAGE es un método de electroforesis que permite la separación de proteínas por masa. El medio (también denominado «matriz») es un gel discontinuo a base de poliacrilamida. El gel de poliacrilamida se coloca típicamente entre dos placas de vidrio en un gel plano . Aunque históricamente se utilizaron geles tubulares (en cilindros de vidrio), estos quedaron rápidamente obsoletos con la invención de los geles planos, más convenientes. [ 4 ] Además, se utiliza SDS ( dodecilsulfato de sodio ). Aproximadamente 1,4 gramos de SDS se unen a un gramo de proteína, [ 5 ] [ 6 ] [ 7 ] lo que corresponde a una carga de molécula de SDS por cada dos aminoácidos . [ 8 ] El SDS actúa como surfactante , enmascarando la carga intrínseca de la proteína y confiriéndoles relaciones carga-masa muy similares. Las cargas intrínsecas de las proteínas son insignificantes en comparación con la carga de SDS, y las cargas positivas también se reducen considerablemente en el rango de pH básico de un gel de separación. Al aplicar un campo eléctrico constante , las proteínas migran hacia el ánodo, cada una a una velocidad diferente, según su masa. Este sencillo procedimiento permite una separación precisa de proteínas por masa.

El SDS tiende a formar micelas esféricas en soluciones acuosas por encima de una cierta concentración llamada concentración micelar crítica (CMC). Por encima de la concentración micelar crítica de 7 a 10 milimolar en soluciones, el SDS se presenta simultáneamente como moléculas individuales ( monómeros ) y como micelas; por debajo de la CMC, el SDS se presenta solo como monómeros en soluciones acuosas. A la concentración micelar crítica, una micela consta de aproximadamente 62 moléculas de SDS. [ 9 ] Sin embargo, solo los monómeros de SDS se unen a las proteínas mediante interacciones hidrofóbicas, mientras que las micelas de SDS son aniónicas en el exterior y no adsorben ninguna proteína. [ 5 ] El SDS es de naturaleza anfipática, lo que le permite desplegar secciones polares y no polares de la estructura proteica. [ 10 ] En concentraciones de SDS superiores a 0,1 milimolar, comienza el despliegue de las proteínas, [ 5 ] y por encima de 1 mM, la mayoría de las proteínas están desnaturalizadas. [ 5 ] Debido al fuerte efecto desnaturalizante del SDS y la posterior disociación de los complejos proteicos, las estructuras cuaternarias generalmente no se pueden determinar con SDS. Las excepciones son las proteínas que se estabilizan mediante enlaces cruzados covalentes (por ejemplo, enlaces -SS-) y los complejos proteicos resistentes al SDS, que son estables incluso en presencia de SDS (estos últimos, sin embargo, solo a temperatura ambiente). Para desnaturalizar los complejos resistentes al SDS se requiere una alta energía de activación , que se logra mediante calentamiento. La resistencia al SDS se basa en una metaestabilidad del plegamiento de la proteína. Aunque la proteína nativa, completamente plegada y resistente al SDS, no tiene suficiente estabilidad en presencia de SDS, el equilibrio químico de desnaturalización a temperatura ambiente ocurre lentamente. Los complejos proteicos estables se caracterizan no solo por la resistencia al SDS, sino también por la estabilidad frente a las proteasas y una vida media biológica aumentada . [ 11 ]

Alternativamente, también se puede realizar una electroforesis en gel de poliacrilamida con los surfactantes catiónicos CTAB en una CTAB-PAGE, [ 12 ] [ 13 ] [ 14 ] o 16-BAC en una BAC-PAGE. [ 15 ]

Procedimiento

El método SDS-PAGE se compone de la preparación del gel, la preparación de la muestra, la electroforesis, la tinción de proteínas o la transferencia Western y el análisis del patrón de bandas generado.

Producción de gel

Peines de muestra con diferente número de bolsillos; cada punta deja un bolsillo en el gel al ser extraída.
Gel de separación y apilamiento polimerizado antes de retirar el peine de muestra (blanco) entre los espaciadores (negros); en el gel de apilamiento hay pequeñas cantidades de azul de bromofenol para mejorar la visibilidad; el gel de separación no está teñido.

Cuando se utilizan diferentes tampones en el gel (electroforesis en gel discontinua), los geles se preparan hasta un día antes de la electroforesis, para evitar que la difusión provoque la mezcla de los tampones. El gel se produce mediante polimerización por radicales libres en un molde compuesto por dos placas de vidrio selladas con espaciadores entre ellas. En una configuración típica de minigel, los espaciadores tienen un grosor de 0,75  mm o 1,5  mm, lo que determina la capacidad de carga del gel. Para verter la solución de gel, las placas se suelen sujetar a un soporte que sella temporalmente la parte inferior, que de otro modo estaría abierta, con los dos espaciadores. Para la solución de gel, se mezcla acrilamida como formador de gel (normalmente 4 % v/v en el gel de apilamiento y 10-12  % en el gel de separación), metilenbisacrilamida como agente reticulante, tampón para el gel de apilamiento o de separación, agua y SDS. Al añadir el catalizador TEMED y el iniciador de radicales persulfato de amonio (APS), se inicia la polimerización. [ 16 ] La solución se vierte entre las placas de vidrio sin crear burbujas. Dependiendo de la cantidad de catalizador y de iniciador de radicales y de la temperatura, la polimerización dura entre un cuarto de hora y varias horas. El gel inferior (gel de separación) se vierte primero y se cubre con unas gotas de un alcohol poco soluble en agua (generalmente butanol o isopropanol saturado con tampón), que elimina las burbujas del menisco y protege la solución de gel del oxígeno captador de radicales . Después de la polimerización del gel de separación, se desecha el alcohol y se elimina el alcohol residual con papel de filtro . Después de agregar APS y TEMED a la solución del gel de apilamiento, se vierte sobre el gel de separación sólido. Luego, se inserta un peine de muestra adecuado entre las placas de vidrio sin crear burbujas. El peine de muestra se retira cuidadosamente después de la polimerización, dejando espacios para la aplicación de la muestra. Para el uso posterior de proteínas para secuenciación de proteínas , los geles a menudo se preparan el día anterior a la electroforesis para reducir las reacciones de la acrilamida no polimerizada con las cisteínas en las proteínas.

Mediante el uso de un mezclador de gradiente , se pueden preparar geles de gradiente con un gradiente de acrilamida (generalmente del 4 al 12%), que tienen un rango de separación más amplio de las masas moleculares. [ 17 ] Los sistemas de gel comerciales (llamados geles prefabricados ) generalmente utilizan la sustancia tampón Bis-tris metano con un valor de pH entre 6,4 y 7,2 tanto en el gel de apilamiento como en el gel de separación. [ 18 ] [ 19 ] Estos geles se entregan preparados y listos para usar. Dado que utilizan solo un tampón ( electroforesis en gel continua ) y tienen un pH casi neutro, se pueden almacenar durante varias semanas. El pH más neutro ralentiza la hidrólisis y, por lo tanto, la descomposición de la poliacrilamida. Además, hay menos cisteínas modificadas con acrilamida en las proteínas. [ 18 ] Debido al pH constante en el gel de recolección y separación, no hay efecto de apilamiento. Las proteínas en geles de BisTris no se pueden teñir con complejos de rutenio . [ 20 ] Este sistema de gel tiene un rango de separación relativamente amplio, que puede variarse utilizando MES o MOPS en el tampón de corrida. [ 18 ]

Preparación de la muestra

Reducción de disulfuro por DTT

Durante la preparación de la muestra, el tampón de muestra, y por lo tanto el SDS, se agrega en exceso a las proteínas, y luego la muestra se calienta a 95  °C durante cinco minutos, o alternativamente a 70  °C durante diez minutos. El calentamiento altera las estructuras secundaria y terciaria de la proteína al romper los enlaces de hidrógeno y estirar las moléculas. Opcionalmente, los puentes disulfuro pueden romperse por reducción. Para este propósito, se agregan tioles reductores como β-mercaptoetanol (β-ME, 5% en volumen), ditiotreitol (DTT, 10–100 milimolar), [ 21 ] ditioeritritol (DTE, 10 milimolar), tris(2-carboxietil)fosfina [ 22 ] o tributilfosfina [ 21 ] al tampón de muestra. Después de enfriar a temperatura ambiente, cada muestra se pipetea en su propio pozo en el gel, que previamente se sumergió en tampón de electroforesis en el aparato de electroforesis.

Además de las muestras, se suele cargar en el gel un marcador de tamaño de peso molecular . Este marcador consiste en proteínas de tamaño conocido y permite estimar (con un margen de error de ± 10 %) el tamaño de las proteínas en las muestras reales, que migran en paralelo por diferentes pistas del gel. [ 23 ] El marcador de tamaño se suele pipetear en la primera o la última cavidad del gel.

Electroforesis

Cámara de electroforesis después de unos minutos de electroforesis. En el primer compartimento se aplicó un marcador de tamaño con azul de bromofenol; en los demás compartimentos se añadieron las muestras con verde de bromocresol.
Cámara de electroforesis tras una hora de electroforesis a 80 voltios. En el primer y los dos últimos pocillos cargados, se aplicó un marcador de proteínas comercial. Los demás pocillos cargados contienen muestras de proteínas recubiertas con SDS.

Para la separación, las muestras desnaturalizadas se cargan en un gel de poliacrilamida, que se coloca en un tampón de electroforesis con electrolitos adecuados. Posteriormente, se aplica un voltaje (generalmente alrededor de 100 V, 10-20 V por cm de longitud de gel), lo que provoca la migración de las moléculas con carga negativa a través del gel en dirección al ánodo con carga positiva . El gel actúa como un tamiz. Las proteínas pequeñas migran con relativa facilidad a través de la malla del gel, mientras que las proteínas más grandes tienden a ser retenidas y, por lo tanto, migran más lentamente a través del gel, lo que permite separar las proteínas por tamaño molecular. La electroforesis dura entre media hora y varias horas, dependiendo del voltaje y la longitud del gel utilizado.

Las proteínas de migración más rápida (con un peso molecular inferior a 5 kDa) forman el frente del tampón junto con los componentes aniónicos del tampón de electroforesis, que también migran a través del gel. El área del frente del tampón se visualiza añadiendo el colorante aniónico azul de bromofenol, de tamaño relativamente pequeño, al tampón de muestra. Debido a su tamaño molecular relativamente pequeño, el azul de bromofenol migra más rápido que las proteínas. Mediante el control óptico de la banda coloreada en migración, se puede detener la electroforesis antes de que el colorante y las muestras hayan migrado completamente a través del gel y lo hayan abandonado.

El método más comúnmente utilizado es la SDS-PAGE discontinua. [ 24 ] [ 25 ] En este método, las proteínas migran primero a un gel colector con pH neutro, en el que se concentran y luego migran a un gel separador con pH básico, en el que tiene lugar la separación propiamente dicha. Los geles de apilamiento y separación difieren en el tamaño de poro (4-6  % T y 10-20  % T), la fuerza iónica y los valores de pH (pH 6,8 o pH 8,8). El electrolito más frecuentemente utilizado es un sistema tampón de Tris - glicina - cloruro que contiene SDS . A pH neutro, la glicina forma predominantemente la forma zwitteriónica ; a pH alto, las glicinas pierden cargas positivas y se vuelven predominantemente aniónicas. En el gel de recolección, los iones cloruro más pequeños y con carga negativa migran delante de las proteínas (como iones líderes) y los iones glicinato ligeramente más grandes, con carga negativa y parcialmente positiva, migran detrás de las proteínas (como iones rezagados iniciales), mientras que en el gel de separación, comparativamente básico, ambos iones migran delante de las proteínas. El gradiente de pH entre los tampones del gel de apilamiento y del gel de separación produce un efecto de apilamiento en el límite entre el gel de apilamiento y el gel de separación, ya que el glicinato pierde parcialmente sus cargas positivas de ralentización a medida que aumenta el pH y, como antiguo ion rezagado, adelanta a las proteínas y se convierte en un ion líder, lo que provoca que las bandas de las diferentes proteínas (visibles después de una tinción) se vuelvan más estrechas y definidas: el efecto de apilamiento. Para la separación de proteínas y péptidos más pequeños, se utiliza el sistema de tampón TRIS- Tricina de Schägger y von Jagow debido a la mayor dispersión de las proteínas en el rango de 0,5 a 50 kDa. [ 26 ]

tinción de gel

Gel de Tris/Tricina al 10% teñido con Coomassie. En el carril izquierdo, se utilizó un marcador de peso molecular para estimar el tamaño (de arriba a abajo: 66, 45, 35, 24, 18 y 9 kDa). En los carriles restantes se separaron las proteínas de levadura purificadas.

Al final de la separación electroforética, todas las proteínas se clasifican por tamaño y luego se pueden analizar mediante otros métodos, por ejemplo, tinción de proteínas como la tinción de Coomassie (la más común y fácil de usar), [ 27 ] [ 28 ] tinción de plata (la de mayor sensibilidad), [ 29 ] [ 30 ] [ 31 ] [ 32 ] [ 33 ] [ 34 ] tinción de tinciones, tinción de negro amido 10B , [ 28 ] tinción de verde rápido FCF , [ 28 ] tinciones fluorescentes como la tinción de epicoconona [ 35 ] y la tinción de naranja SYPRO, [ 36 ] y detección inmunológica como el Western Blot . [ 37 ] [ 38 ] Los colorantes fluorescentes tienen una linealidad comparativamente mayor entre la cantidad de proteína y la intensidad del color de aproximadamente tres órdenes de magnitud por encima del límite de detección (la cantidad de proteína que se puede estimar por la intensidad del color). Cuando se utiliza el colorante de proteína fluorescente tricloroetanol , se omite una tinción posterior de la proteína si se agregó a la solución del gel y el gel se irradió con luz UV después de la electroforesis. [ 39 ] [ 40 ]

En la tinción de Coomassie , el gel se fija en una solución de etanol al 50 % y ácido acético glacial al 10 % durante 1 hora. Luego, se cambia la solución por una nueva y, después de 1 a 12 horas, el gel se cambia a una solución de tinción (metanol al 50 %, ácido acético glacial al 10 %, azul brillante de Coomassie al 0,1 %), seguida de la decoloración, cambiando varias veces una solución de decoloración de metanol al 40 % y ácido acético glacial al 10 %.

Análisis

La tinción de proteínas en el gel crea un patrón de bandas documentable de las diversas proteínas.

  • Las glicoproteínas tienen niveles diferenciales de glicosilación y adsorben SDS de manera más desigual en las glicosilaciones, lo que da como resultado bandas más anchas y borrosas. [ 41 ]
  • Las proteínas de membrana , debido a su dominio transmembrana , suelen estar compuestas por aminoácidos más hidrofóbicos, presentan menor solubilidad en soluciones acuosas, tienden a unirse a lípidos y tienden a precipitar en soluciones acuosas debido a efectos hidrofóbicos cuando no hay suficiente detergente. Esta precipitación se manifiesta en las proteínas de membrana en una electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio (SDS-PAGE) como una cola por encima de la banda de la proteína transmembrana. En este caso, se puede utilizar más SDS (mediante el uso de una mayor cantidad de tampón de muestra o de una mayor concentración) y reducir la cantidad de proteína en la muestra.
  • La sobrecarga del gel con una proteína soluble crea una banda semicircular de dicha proteína (por ejemplo, en la calle del marcador de la imagen a 66 kDa), lo que permite cubrir otras proteínas con pesos moleculares similares.
  • Un bajo contraste (como en la línea de referencia de la imagen) entre bandas dentro de una misma línea indica la presencia de muchas proteínas (baja pureza) o, si se utilizan proteínas purificadas y el bajo contraste se produce solo debajo de una banda, indica una degradación proteolítica de la proteína, que primero causa bandas de degradación y, tras una mayor degradación, produce un color homogéneo ("mancha") debajo de una banda. [ 42 ]

La documentación del patrón de bandas se realiza habitualmente mediante fotografía o escaneo. Para la posterior recuperación de las moléculas en bandas individuales, se puede realizar una extracción en gel .

Archivo

Dos geles SDS después de la separación completa de las muestras y la tinción en un marco de secado.

Después de la tinción de proteínas y la documentación del patrón de bandas, el gel de poliacrilamida se puede secar para su almacenamiento de archivo. [ 43 ] Las proteínas se pueden extraer de él en una fecha posterior. El gel se coloca en un marco de secado (con o sin el uso de calor) o en un secador al vacío. El marco de secado consta de dos partes, una de las cuales sirve como base para una película de celofán húmeda a la que se agrega el gel y una solución de glicerol al uno por ciento . Luego se aplica una segunda película de celofán húmeda sin burbujas, se coloca la segunda parte del marco encima y el marco se sella con pinzas. La eliminación de las burbujas de aire evita la fragmentación del gel durante el secado. El agua se evapora a través de la película de celofán. A diferencia del marco de secado, un secador al vacío genera un vacío y calienta el gel a aproximadamente 50  °C.

Determinación de la masa molecular

Las proteínas del marcador de tamaño (X negra) muestran una línea aproximadamente recta en la representación de log M sobre Rf. El peso molecular de la proteína desconocida (X roja) se puede determinar en el eje y.

Para una determinación más precisa del peso molecular, se miden las distancias de migración relativas de las bandas proteicas individuales en el gel de separación. [ 44 ] [ 45 ] Las mediciones se realizan generalmente por triplicado para mayor precisión. La movilidad relativa (denominada valor Rf o valor Rm) se define como la distancia migrada por la banda proteica dividida por la distancia migrada por el frente del tampón. Cada distancia se mide desde el inicio del gel de separación. La migración del frente del tampón corresponde aproximadamente a la migración del colorante contenido en el tampón de la muestra. Los valores Rf del marcador de tamaño se representan en escala semilogarítmica frente a sus pesos moleculares conocidos. Mediante la comparación con la parte lineal del gráfico generado o mediante un análisis de regresión, se puede determinar el peso molecular de una proteína desconocida a partir de su movilidad relativa. [ 44 ] [ 46 ]

Las bandas de proteínas con glicosilaciones pueden difuminarse, [ 41 ] ya que la glicosilación suele ser heterogénea. [ 47 ] Las proteínas con muchos aminoácidos básicos (p. ej., histonas ) [ 48 ] pueden llevar a una sobreestimación del peso molecular o incluso a que no migren en absoluto al gel, porque se mueven más lentamente en la electroforesis debido a las cargas positivas o incluso en la dirección opuesta. Por otro lado, muchos aminoácidos ácidos pueden llevar a una migración acelerada de una proteína y a una subestimación de su masa molecular. [ 49 ]

Aplicaciones

La electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio (SDS-PAGE), combinada con una tinción de proteínas, se utiliza ampliamente en bioquímica para la separación rápida y precisa de proteínas y su posterior análisis. Presenta costes relativamente bajos de instrumentación y reactivos, y es un método fácil de usar. Debido a su baja escalabilidad , se emplea principalmente con fines analíticos y menos con fines preparativos, especialmente cuando se requiere aislar grandes cantidades de proteína.

Además, la SDS-PAGE se utiliza en combinación con el Western blot para determinar la presencia de una proteína específica en una mezcla de proteínas, o para el análisis de modificaciones postraduccionales . [ 50 ] [ 51 ] Las modificaciones postraduccionales de las proteínas pueden provocar una movilidad relativa diferente (es decir, un desplazamiento de banda ) o un cambio en la unión de un anticuerpo de detección utilizado en el Western blot (es decir, una banda desaparece o aparece).

En la espectrometría de masas de proteínas, la electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio (SDS-PAGE) es un método ampliamente utilizado para la preparación de muestras previa a la espectrometría, principalmente mediante digestión en gel . En lo que respecta a la determinación de la masa molecular de una proteína, la SDS-PAGE es un poco más precisa que una ultracentrifugación analítica , pero menos precisa que una espectrometría de masas o, ignorando las modificaciones postraduccionales, un cálculo de la masa molecular de la proteína a partir de la secuencia de ADN .

En el diagnóstico médico, la electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio (SDS-PAGE) se utiliza como parte de la prueba del VIH y para evaluar la proteinuria . En la prueba del VIH, las proteínas del VIH se separan mediante SDS-PAGE y posteriormente se detectan mediante Western Blot con anticuerpos específicos del VIH del paciente, si están presentes en su suero sanguíneo . La SDS-PAGE para la proteinuria evalúa los niveles de diversas proteínas séricas en la orina, por ejemplo, albúmina , alfa-2-macroglobulina e IgG .

Variantes

La SDS-PAGE es el método más utilizado para la separación electroforética de proteínas en gel. La electroforesis bidimensional en gel combina secuencialmente el enfoque isoeléctrico o la BAC-PAGE con una SDS-PAGE. [ 52 ] [ 53 ] La PAGE nativa se utiliza si se desea mantener el plegamiento nativo de la proteína. Para la separación de proteínas de membrana, se puede utilizar la BAC-PAGE o la CTAB-PAGE como alternativa a la SDS-PAGE. Para la separación electroforética de complejos proteicos más grandes, se puede utilizar la electroforesis en gel de agarosa , por ejemplo, la SDD-AGE . Algunas enzimas se pueden detectar a través de su actividad enzimática mediante zimografía . [ 54 ]

Alternativas

Aunque es uno de los métodos de separación y análisis de proteínas más precisos y de bajo costo, la SDS-PAGE desnaturaliza las proteínas. Cuando se requieren condiciones no desnaturalizantes, las proteínas se separan mediante una PAGE nativa o diferentes métodos cromatográficos con cuantificación fotométrica posterior , por ejemplo, cromatografía de afinidad (o incluso purificación de afinidad en tándem ), cromatografía de exclusión por tamaño , cromatografía de intercambio iónico . [ 55 ] Las proteínas también se pueden separar por tamaño en una filtración de flujo tangencial [ 56 ] o una ultrafiltración . [ 57 ] Las proteínas individuales se pueden aislar de una mezcla mediante cromatografía de afinidad o mediante un ensayo pull-down . Algunos métodos de separación históricamente tempranos y rentables pero rudimentarios generalmente se basan en una serie de extracciones y precipitaciones utilizando moléculas cosmotrópicas , por ejemplo, la precipitación con sulfato de amonio y la precipitación con polietilenglicol .

Historia

En 1948, Arne Tiselius recibió el Premio Nobel de Química por el descubrimiento del principio de la electroforesis como la migración de átomos o moléculas cargados y disueltos en un campo eléctrico. [ 58 ] El uso de una matriz sólida (inicialmente discos de papel) en una electroforesis de zona mejoró la separación. La electroforesis discontinua de 1964 por L. Ornstein y BJ Davis hizo posible mejorar la separación por el efecto de apilamiento. [ 59 ] El uso de hidrogeles de poliacrilamida reticulada, en contraste con los discos de papel o geles de almidón utilizados anteriormente, proporcionó una mayor estabilidad del gel y no la descomposición microbiana. El efecto desnaturalizante del SDS en geles continuos de poliacrilamida y la consiguiente mejora en la resolución fue descrito por primera vez en 1965 por David F. Summers en el grupo de trabajo de James E. Darnell para separar proteínas del poliovirus. [ 60 ] La variante actual de SDS-PAGE fue descrita en 1970 por Ulrich K. Laemmli y se utilizó inicialmente para caracterizar las proteínas en la cabeza del bacteriófago T4 . [ 1 ]

Referencias

  1. 1 2 Laemmli, Reino Unido (1970). "Escisión de proteínas estructurales durante el ensamblaje de la cabeza del bacteriófago T4". Nature . 227 ( 5259): 680– 685. Bibcode : 1970Natur.227..680L . doi : 10.1038/227680a0 . ISSN 0028-0836 . PMID 5432063. S2CID 3105149 .   
  2. ^ " Entrevista a Ulrich Lämmli" . Neue Zürcher Zeitung (en alemán). N° 11. 2005 . Consultado el 4 de marzo de 2012 . 
  3. ↑ Van Noorden, Richard (17 de abril de 2025). "Estos son los artículos de investigación más citados de todos los tiempos" . Nature . 640 (8059): 591. doi : 10.1038/d41586-025-01124-w . ISSN 0028-0836 . 
  4. ↑ Studier, F. William (1 de diciembre de 2000). "Electroforesis en gel plano". Trends in Biochemical Sciences . 25 (12). Elsevier BV: 588– 590. doi : 10.1016/s0968-0004(00)01679-0 . ISSN 0968-0004 . PMID 11116182 .  
  5. 1 2 3 4 Reynolds, Jacqueline A.; Tanford, Charles (julio de 1970). "Unión del sulfato de dodecilo a proteínas en altas proporciones de unión. Posibles implicaciones para el estado de las proteínas en las membranas biológicas" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias . 66 ( 3): 1002– 1007. Bibcode : 1970PNAS...66.1002R . doi : 10.1073/pnas.66.3.1002 . PMC 283150. PMID 5269225 .  
  6. ↑ Smith, BJ (1984). "Electroforesis en gel de poliacrilamida SDS de proteínas". Proteínas . Métodos en biología molecular. Vol. 1. págs. 41–56 . doi : 10.1385/0-89603-062-8:41 . ISBN   0-89603-062-8. PMID 20512673 . 
  7. ↑ Staikos, Georgios; Dondos, Anastasios (2009). "Estudio de los complejos de dodecilsulfato de sodio-proteína: evidencia de su conformación en forma de gusano al tratarlos como polímeros de bobina aleatoria". Colloid and Polymer Science . 287 (8): 1001– 1004. doi : 10.1007/s00396-009-2059-3 . ISSN 0303-402X . S2CID 97367384 .  
  8. ↑ Ninfa, Alexander J.; Ballou, David P.; Benore, Marilee (2010). Enfoques fundamentales de laboratorio para bioquímica y biotecnología (2.ª ed.). Hoboken, NJ: John Wiley & Sons, Inc. ISBN  978-0-470-08766-4OCLC 420027217​​ 
  9. ↑ Turro, Nicholas J.; Yekta, Ahmad (1978). "Sondas luminiscentes para soluciones de detergente. Un procedimiento simple para la determinación del número de agregación medio de micelas". Journal of the American Chemical Society . 100 (18): 5951– 5952. Bibcode : 1978JAChS.100.5951T . doi : 10.1021/ja00486a062 . ISSN 0002-7863 . 
  10. ↑ Berg, Jeremy M.; Tymoczko, John L.; Gatto, Gregory J. Jr.; Stryer, Lubert, eds. (2015-04-08). Bioquímica (Octava ed.). Nueva York: WH Freeman & Co. ISBN  978-1-4641-2610-9OCLC 913469736​​ 
  11. ↑ Manning, Marta; Colón, Wilfredo (1 de septiembre de 2004). "Base estructural de la estabilidad cinética de las proteínas: la resistencia al dodecilsulfato de sodio sugiere un papel central para la rigidez y una tendencia hacia la estructura de lámina β". Biochemistry . 43 (35): 11248– 11254. doi : 10.1021/bi0491898 . PMID 15366934 . 
  12. ↑ Buxbaum, Engelbert (2003). "Electroforesis catiónica y electrotransferencia de glicoproteínas de membrana". Analytical Biochemistry . 314 (1): 70– 76. doi : 10.1016/S0003-2697(02)00639-5 . ISSN 0003-2697 . PMID 12633604 .  
  13. ↑ Akin, Dianne T.; Shapira, Raymond; Kinkade, Joseph M. (1985). "Determinación de pesos moleculares de proteínas biológicamente activas mediante electroforesis en gel de poliacrilamida con bromuro de cetiltrimetilamonio". Analytical Biochemistry . 145 (1): 170– 176. doi : 10.1016/0003-2697(85)90343-4 . ISSN 0003-2697 . PMID 4003759 .  
  14. ↑ Simpson, RJ (2010). "CTAB-PAGE". Cold Spring Harbor Protocols . 2010 (4) pdb.prot5412. doi : 10.1101/pdb.prot5412 . ISSN 1559-6095 . PMID 20360366 .  
  15. ↑ Hartinger, Joachim; Stenius, Katinka; Högemann, Dagmar; Jahn, Reinhard (1996). "16-BAC/SDS–PAGE: Un sistema de electroforesis en gel bidimensional adecuado para la separación de proteínas de membrana integrales" . Analytical Biochemistry . 240 (1): 126– 133. doi : 10.1006/abio.1996.0339 . ISSN 0003-2697 . PMID 8811889 .  
  16. ↑ Brunelle, Julie L.; Green, Rachel (2014). «Electroforesis en gel de poliacrilamida SDS unidimensional (1D SDS-PAGE)». Métodos de laboratorio en enzimología: Proteína, Parte C. Vol. 541. págs. 151–159 . doi : 10.1016/B978-0-12-420119-4.00012-4 . ISBN   978-0-12-420119-4. PMID 24674069 . 
  17. ↑ Margolis, J.; Kenrick, KG (marzo de 1969). "Resolución bidimensional de proteínas plasmáticas mediante la combinación de electroforesis en gel de gradiente y disco de poliacrilamida". Nature . 221 ( 5185): 1056– 1057. Bibcode : 1969Natur.221.1056M . doi : 10.1038/2211056a0 . PMID 5774398. S2CID 4197850 .  
  18. 1 2 3 Hachmann, John P.; Amshey, Joseph W. (2005). "Modelos de modificación de proteínas en geles de Tris-glicina y Bis-Tris de pH neutro durante la electroforesis: Efecto del pH del gel". Analytical Biochemistry . 342 (2): 237– 245. doi : 10.1016/j.ab.2005.04.015 . ISSN 0003-2697 . PMID 15935323 .  
  19. ↑ Wiltfang, Jens; Arold, Norbert; Neuhoff, Volker (1991). "Un nuevo sistema de tampón multifásico para electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio de proteínas y péptidos con masas moleculares de 100 000 a 1000, y su detección con sensibilidad picomolar". Electrophoresis . 12 (5): 352– 366. doi : 10.1002/elps.1150120507 . ISSN 0173-0835 . PMID 1718736 . S2CID 40101706 .   
  20. ↑ Moebius, Jan; Denker, Katrin; Sickmann, Albert (2007). "El disulfonato de tris-batofenantrolina de rutenio (II) es muy adecuado para PAGE de Tris-Glicina pero no para geles de Bis-Tris". Proteomics . 7 (4): 524– 527. doi : 10.1002/pmic.200600642 . ISSN 1615-9853 . PMID 17309097 . S2CID 25822873 .   
  21. 1 2 Woodland, Breyer; Necakov, Aleksandar; Coorssen, Jens R. (6 de marzo de 2023). "Reducción optimizada del proteoma para proteómica integrativa de arriba hacia abajo" . Proteomes . 11 ( 1): 10. doi : 10.3390/proteomes11010010 . PMC 10059017. PMID 36976889 .  
  22. ↑ Burns, John A.; Butler, James C.; Moran, John; Whitesides, George M. (abril de 1991). "Reducción selectiva de disulfuros por tris(2-carboxietil)fosfina". The Journal of Organic Chemistry . 56 (8): 2648– 2650. doi : 10.1021/jo00008a014 .
  23. ↑ Rosenberg, Ian M. (22 de diciembre de 2006). Análisis y purificación de proteínas: técnicas de laboratorio . Springer Science & Business Media. págs. 103–. ISBN  978-0-8176-4412-3.
  24. ↑ Buxbaum, Engelbert (2019). «Electroforesis catiónica». Separación electroforética de proteínas . Métodos en biología molecular. Vol. 1855. págs. 115–124 . doi : 10.1007/978-1-4939-8793-1_12 . ISBN   978-1-4939-8792-4. PMID 30426413 . 
  25. ↑ Backman, Lars; Persson, Karina (2018). "The No-Nonsens SDS-PAGE". Schizosaccharomyces pombe . Methods in Molecular Biology. Vol. 1721. pp. 89–94 . doi : 10.1007/978-1-4939-7546-4_8 . ISBN   978-1-4939-7545-7. PMID 29423849 . 
  26. ↑ Schägger, Hermann; von Jagow, Gebhard (1987). "Electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio y tricina para la separación de proteínas en el rango de 1 a 100 kDa". Analytical Biochemistry . 166 (2): 368– 379. doi : 10.1016/0003-2697(87)90587-2 . ISSN 0003-2697 . PMID 2449095 .  
  27. ↑ Fazekas de St. Groth, S.; Webster, RG; Datyner, A. (1963). "Dos nuevos procedimientos de tinción para la estimación cuantitativa de proteínas en tiras electroforéticas". Biochimica et Biophysica Acta . 71 : 377–391 . doi : 10.1016/0006-3002(63)91092-8 . PMID 18421828 . 
  28. 1 2 3 Wilson, Curtis M (1979). "Estudios y crítica de Amido Black 10B, Coomassie Blue R y Fast Green FCF como tinciones para proteínas después de electroforesis en gel de poliacrilamida". Analytical Biochemistry . 96 (2): 263– 78. doi : 10.1016/0003-2697(79)90581-5 . PMID 89822 . 
  29. ↑ Merril, CR; Switzer, RC; Keuren, ML Van (1979). "Polipéptidos traza en extractos celulares y fluidos corporales humanos detectados mediante electroforesis bidimensional y una tinción de plata altamente sensible" . Proc Natl Acad Sci USA . 76 (9): 4335– 4339. Bibcode : 1979PNAS...76.4335M . doi : 10.1073/pnas.76.9.4335 . PMC 411569. PMID 92027 .  
  30. ↑ Switzer, Robert C.; Merril, Carl R.; Shifrin, Sidney (septiembre de 1979). "Una tinción de plata altamente sensible para la detección de proteínas y péptidos en geles de poliacrilamida". Analytical Biochemistry . 98 (1): 231– 237. doi : 10.1016/0003-2697(79)90732-2 . PMID 94518 . 
  31. ↑ Blum, H.; Beier, H.; Gross, HJ (1987). "Mejora de la tinción con plata de proteínas vegetales, ARN y ADN en geles de PAA". Electrophoresis . 8 : 93–99 . doi : 10.1002/elps.1150080203 . S2CID 84471792 . 
  32. ↑ Rabilloud, Thierry; Carpentier, Gilles; Tarroux, Philippe (enero de 1988). "Mejora y simplificación de la tinción de plata de bajo fondo de proteínas mediante el uso de ditionito de sodio". Electrophoresis . 9 (6): 288– 291. doi : 10.1002/elps.1150090608 . PMID 2466660 . 
  33. ↑ Rabilloud, T. (1992). "Una comparación entre tinciones de proteínas con diamina de plata y nitrato de plata de bajo fondo". Electrophoresis . 13 ( 7): 429– 439. doi : 10.1002/elps.1150130190 . PMID 1425556. S2CID 43084621 .  
  34. ↑ Lelong, C.; Chevallet, M.; Luche, S.; Rabilloud, T. (2009). "Tinción de proteínas con plata en geles 2DE". Protocolos de electroforesis bidimensional (PDF) . Methods Mol Biol. Vol. 519. pp. 339–350 . arXiv : 0904.3535 . doi : 10.1007 /978-1-59745-281-6_21 . ISBN   978-1-58829-937-6. PMID 19381593 . S2CID 52820065 .  
  35. ↑ Moritz, Christian P.; Marz, Sabrina X.; Reiss, Ralph; Schulenborg, Thomas; Friauf, Eckhard (febrero de 2014). "Tinción con epicocconona: un potente control de carga para Western blots". Proteomics . 14 ( 2–3 ) : 162–8 . doi : 10.1002/pmic.201300089 . PMID 24339236. S2CID 206368546 .  
  36. ↑ Demchenko, Aleksandr Petrovich (2011). Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology III: Applications in Sensing and Imaging Band 3 von Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology . Springer. ISBN 978-3-642-18035-4.
  37. ↑ Gallagher, Sean; Chakavarti, Deb (2008). "Tinción de proteínas en geles" . Journal of Visualized Experiments (17). doi : 10.3791/760 . ISSN 1940-087X . PMC 3253607. PMID 19066521 .   
  38. ↑ Wilson, CM (1983). "Tinción de proteínas en geles: Comparación de colorantes y procedimientos". Estructura enzimática , parte I. Métodos enzimáticos. Vol. 91. págs. 236–47 . doi : 10.1016/s0076-6879(83)91020-0 . ISBN   978-0-12-181991-0. PMID 6190068 . 
  39. ↑ Ladner, Carol L; Yang, Jing; Turner, Raymond J; Edwards, Robert A (marzo de 2004). "Detección fluorescente visible de proteínas en geles de poliacrilamida sin tinción". Analytical Biochemistry . 326 (1): 13– 20. doi : 10.1016/j.ab.2003.10.047 . PMID 14769330 . 
  40. ↑ Gilda, Jennifer E.; Gomes, Aldrin V. (septiembre de 2013). "La tinción de proteínas totales sin tinción es un control de carga superior a la β-actina para Western blots" . Analytical Biochemistry . 440 (2): 186– 188. doi : 10.1016/j.ab.2013.05.027 . PMC 3809032. PMID 23747530 .  
  41. 1 2 Criomicroscopía electrónica, parte A: preparación de muestras y recopilación de datos . Academic Press. 30 de septiembre de 2010. pág. 28. ISBN  978-0-08-095695-4.
  42. ↑ Burgess, Richard R.; Deutscher, Murray P. (3 de noviembre de 2009). Guía para la purificación de proteínas . Academic Press. págs. 184–. ISBN  978-0-08-092317-8.
  43. ↑ Stamova, Slava; Michalk, Irene; Bartsch, Holger; Bachmann, Michael (2012). «Métodos de secado de gel». Electroforesis de proteínas . Métodos en biología molecular. Vol. 869. págs. 433–436 . doi : 10.1007/978-1-61779-821-4_36 . ISBN   978-1-61779-820-7. PMID 22585507 . 
  44. 1 2 Bonner, Philip LR; Hargreaves, Alan J. (24 de agosto de 2011). Técnicas básicas de laboratorio de biociencias: una guía de bolsillo . John Wiley & Sons. págs. 140–. ISBN  978-1-119-95644-0.
  45. ↑ Holtzhauer, Martin (13 de septiembre de 2006). Métodos básicos para el laboratorio bioquímico . Springer Science & Business Media. págs. 243–. ISBN  978-3-540-32786-8.
  46. ↑ Caprette, David R (5 de enero de 2007). "Medición de la movilidad de las bandas de proteínas" . www.ruf.rice.edu .
  47. ↑ "Guía para principiantes sobre la glicosilación de proteínas" . Peak Proteins . 25 de febrero de 2021.
  48. ↑ van Venrooij, WJ; Maini, Ravinder N. (6 de diciembre de 2012). Manual de marcadores biológicos de enfermedades . Springer Science & Business Media. págs. 50–. ISBN  978-94-011-1670-1.
  49. ↑ Guan, Yihong; Zhu, Qinfang; Huang, Delai; et al. (2015). "Una ecuación para estimar la diferencia entre los pesos moleculares predichos teóricamente y los mostrados por SDS PAGE para un péptido ácido" . Scientific Reports . 5 (1) 13370. Bibcode : 2015NatSR...513370G . doi : 10.1038/srep13370 . ISSN 2045-2322 . PMC 4550835. PMID 26311515 .    
  50. ↑ Yang, Ping-Chang; Mahmood, Tahrin (2012). "Western blot: Técnica, teoría y resolución de problemas" . North American Journal of Medical Sciences . 4 (9): 429– 434. doi : 10.4103/1947-2714.100998 (inactivo el 1 de julio de 2025). PMC 3456489. PMID 23050259 .  {{cite journal}}: CS1 maint: DOI inactivo desde julio de 2025 ( enlace )
  51. ^ Begum, Habeebunnisa; Murugesan, Periyasamy; Tangutur, Anjana Devi (julio de 2022). "Western Blot: un elemento básico poderoso en la investigación científica y biomédica" . BioTécnicas . 73 (1): 58– 69. doi : 10.2144/btn-2022-0003 . PMID 35775367 . S2CID 250175915 .  
  52. ↑ O'Farrell, Patrick H. (mayo de 1975). "Electroforesis bidimensional de alta resolución de proteínas" . Journal of Biological Chemistry . 250 (10): 4007– 4021. doi : 10.1016/S0021-9258(19)41496-8 . PMC 2874754. PMID 236308 .  
  53. ↑ Klose, J (1975). "Mapeo de proteínas mediante enfoque isoeléctrico combinado y electroforesis de tejidos de ratón. Un nuevo enfoque para probar mutaciones puntuales inducidas en mamíferos" . Humangenetik . 26 ( 3): 231– 43. doi : 10.1007/bf00281458 . PMID 1093965. S2CID 30981877 .  
  54. ^ Vandooren, Jennifer; Geurts, Nathalie; Martens, Erik; Van den Steen, Philippe E; Opdenakker, Ghislain (marzo de 2013). "Métodos de zimografía para visualizar enzimas hidrolíticas". Métodos de la naturaleza . 10 (3): 211– 220. doi : 10.1038/nmeth.2371 . PMID 23443633 . S2CID 5314901 .  
  55. ↑ Janson, Jan-Christer (3 de enero de 2012). Purificación de proteínas: principios, métodos de alta resolución y aplicaciones . John Wiley & Sons. ISBN 978-1-118-00219-3.
  56. ↑ Desai, Mohamed A. (2000). Procesamiento posterior de proteínas: métodos y protocolos . Springer Science & Business Media. pág. 35. ISBN  978-1-59259-027-8.
  57. ↑ Raja, Ghosh (11 de junio de 2003). Bioseparación de proteínas mediante ultrafiltración: teoría, aplicaciones y nuevos desarrollos . World Scientific. pág. 142. ISBN  978-1-78326-126-0.
  58. ↑ Pederson, T. (2007). "Pasando página: la sensación repentina de la electroforesis en gel de policrilamida SDS" . The FASEB Journal . 22 (4): 949– 953. doi : 10.1096/fj.08-0402ufm . ISSN 0892-6638 . PMID 18378803. S2CID 33466516 .   
  59. ↑ Ornstein, L.; Davis, BJ (1964). "Electroforesis en disco –1. Antecedentes y teoría". Ann NY Acad Sci . 121 (2): 321– 349. Bibcode : 1964NYASA.121..321O . doi : 10.1111/j.1749-6632.1964.tb14207.x . PMID 14240533 . S2CID 28591995 .  
  60. ↑ Summers, DF; Maizel, JV; Darnell, JE (agosto de 1965). "Evidencia de proteínas no capsídicas específicas del virus en células HeLa infectadas con poliovirus" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias . 54 (2): 505– 513. Bibcode : 1965PNAS...54..505S . doi : 10.1073/pnas.54.2.505 . PMC 219696. PMID 4285933 .  
  • Protocolo para BisTris SDS-PAGE en OpenWetWare.org