reparación del ADN

El daño al ADN se puede subdividir en dos tipos principales:

1. daño endógeno como el ataque de especies reactivas de oxígeno producidas a partir de subproductos metabólicos normales (mutación espontánea), especialmente el proceso de desaminación oxidativa.
   1. También incluye errores de replicación
2. daño exógeno causado por agentes externos como
   1. radiación ultravioleta (UV) (200–400 nm ) del sol u otras fuentes de luz artificial
   2. otras frecuencias de radiación, incluidos los rayos X y los rayos gamma , y ​​partículas como electrones, neutrones o partículas alfa.
   3. hidrólisis o alteración térmica
   4. ciertas toxinas vegetales
   5. Sustancias químicas mutagénicas de origen humano , especialmente compuestos aromáticos que actúan como agentes intercalantes del ADN.
   6. virus ^{[ 11 ]}

La replicación del ADN dañado antes de la división celular puede dar lugar a la incorporación de bases erróneas frente a las dañadas. Las células hijas que heredan estas bases erróneas portan mutaciones de las que la secuencia de ADN original es irrecuperable (excepto en el raro caso de una mutación inversa , por ejemplo, mediante conversión génica ).

Existen varios tipos de daño al ADN debido a procesos celulares endógenos:

1. oxidación de bases [por ejemplo, 8-oxo-7,8-dihidroguanina (8-oxoG)] y generación de interrupciones de la cadena de ADN a partir de especies reactivas de oxígeno,
2. alquilación de bases (generalmente metilación ), como la formación de 7-metilguanosina , 1-metiladenina, 6-O-metilguanina
3. hidrólisis de bases, como la desaminación , la despurinación y la despirimidinación.
4. "formación de aductos voluminosos" (por ejemplo, aducto de benzo[a]pireno diol epóxido-dG, aducto de aristolactama I-dA)
5. desajuste de bases, debido a errores en la replicación del ADN , en el que se inserta una base de ADN incorrecta en una cadena de ADN recién formada, o se omite o se inserta erróneamente una base de ADN.
6. El daño causado por un monoaducto se produce por un cambio en una sola base nitrogenada del ADN.
7. Daño por deducción

Los daños causados ​​por agentes exógenos se presentan de muchas formas. Algunos ejemplos son:

1. La absorción de luz UV directamente por el ADN induce reacciones fotoquímicas, que conducen a la formación de dímeros de pirimidina y a la fotoionización , provocando daño oxidativo. ^{[ 12 ] [ 13 ] [ 14 ] [ 15 ]}
2. La luz UV-A crea principalmente radicales libres . El daño causado por los radicales libres se denomina daño indirecto al ADN .
3. La radiación ionizante, como la producida por la desintegración radiactiva o la presente en los rayos cósmicos, provoca roturas en las cadenas de ADN. La radiación ionizante de nivel intermedio puede inducir daños irreparables en el ADN (que dan lugar a errores de replicación y transcripción necesarios para la neoplasia o que pueden desencadenar interacciones virales), lo que puede provocar envejecimiento prematuro y cáncer.
4. La alteración térmica a temperaturas elevadas aumenta la tasa de despurinación (pérdida de bases púricas del esqueleto del ADN) y las roturas de cadena simple. Por ejemplo, la despurinación hidrolítica se observa en las bacterias termófilas , que crecen en aguas termales a 40–80  °C. ^{[ 16 ] [ 17 ]} La tasa de despurinación (300 residuos de purina por genoma por generación) es demasiado alta en estas especies para ser reparada por la maquinaria de reparación normal, por lo que no se puede descartar la posibilidad de una respuesta adaptativa .
5. Los productos químicos industriales, como el cloruro de vinilo y el peróxido de hidrógeno , y los productos químicos ambientales, como los hidrocarburos aromáticos policíclicos presentes en el humo, el hollín y el alquitrán, crean una enorme diversidad de aductos de ADN: etanoatos, bases oxidadas, fosfodiésteres alquilados y entrecruzamiento del ADN , por nombrar solo algunos.

El daño por radiación UV, la alquilación/metilación, el daño por rayos X y el daño oxidativo son ejemplos de daño inducido. El daño espontáneo puede incluir la pérdida de una base, la desaminación, la deformación del anillo de azúcar y el cambio tautomérico. El daño constitutivo (espontáneo) del ADN causado por oxidantes endógenos puede detectarse como un bajo nivel de fosforilación de la histona H2AX en células no tratadas. ^{[ 18 ]}

En las células eucariotas , el ADN se encuentra en dos ubicaciones celulares  : dentro del núcleo y dentro de las mitocondrias . El ADN nuclear (ADNn) existe como cromatina durante las etapas no replicativas del ciclo celular y se condensa en estructuras agregadas conocidas como cromosomas durante la división celular . En ambos estados, el ADN está altamente compactado y enrollado alrededor de proteínas con forma de perlas llamadas histonas . Cuando una célula necesita expresar la información genética codificada en su ADNn, la región cromosómica requerida se desenrolla, los genes que contiene se expresan y luego la región se condensa de nuevo a su conformación de reposo. El ADN mitocondrial (ADNmt) se encuentra dentro de las mitocondrias , existe en múltiples copias y también está estrechamente asociado con varias proteínas para formar un complejo conocido como nucleoide. Dentro de las mitocondrias, las especies reactivas de oxígeno (ERO), o radicales libres , subproductos de la producción constante de adenosín trifosfato (ATP) mediante fosforilación oxidativa , crean un ambiente altamente oxidativo que daña el ADN mitocondrial. Una enzima fundamental para contrarrestar la toxicidad de estas especies es la superóxido dismutasa , presente tanto en las mitocondrias como en el citoplasma de las células eucariotas.

La senescencia , un proceso irreversible en el que la célula deja de dividirse , es una respuesta protectora al acortamiento de los extremos de los cromosomas, llamados telómeros . Los telómeros son regiones largas de ADN repetitivo no codificante que protegen los cromosomas y sufren una degradación parcial cada vez que una célula se divide (véase límite de Hayflick ). ^{[ 19 ]} En contraste, la quiescencia es un estado reversible de latencia celular que no está relacionado con el daño del genoma (véase ciclo celular ). La senescencia en las células puede servir como una alternativa funcional a la apoptosis en los casos en que la presencia física de una célula por razones espaciales es necesaria para el organismo, ^{[ 20 ]} lo que actúa como un mecanismo de "último recurso" para evitar que una célula con ADN dañado se replique de forma inapropiada en ausencia de señalización celular pro-crecimiento . La división celular desregulada puede conducir a la formación de un tumor (véase cáncer ), que es potencialmente letal para un organismo. Por lo tanto, la inducción de la senescencia y la apoptosis se considera parte de una estrategia de protección contra el cáncer. ^{[ 21 ]}

Es importante distinguir entre daño y mutación del ADN, los dos principales tipos de errores en el ADN. El daño y la mutación del ADN son fundamentalmente diferentes. El daño produce anomalías físicas en el ADN, como roturas de cadena simple y doble, residuos de 8-hidroxidesoxiguanosina y aductos de hidrocarburos aromáticos policíclicos. Las enzimas pueden reconocer el daño del ADN y, por lo tanto, repararlo correctamente si se dispone de información redundante, como la secuencia intacta en la cadena de ADN complementaria o en un cromosoma homólogo, para su copia. Si una célula retiene el daño en el ADN, se puede impedir la transcripción de un gen y, por consiguiente, también se bloqueará la traducción a proteína. La replicación también puede bloquearse o la célula puede morir.

A diferencia del daño al ADN, una mutación es un cambio en la secuencia de bases del ADN. Una vez que el cambio de bases está presente en ambas hebras del ADN, las enzimas no pueden reconocer una mutación, por lo que esta no puede repararse. A nivel celular, las mutaciones pueden causar alteraciones en la función y regulación de las proteínas. Las mutaciones se replican cuando la célula se replica. En una población de células, la frecuencia de las células mutantes aumentará o disminuirá según los efectos de la mutación en la capacidad de la célula para sobrevivir y reproducirse.

Aunque son claramente diferentes entre sí, el daño al ADN y la mutación están relacionados porque el daño al ADN a menudo causa errores en la síntesis de ADN durante la replicación o la reparación; estos errores son una fuente importante de mutación.

Dadas estas propiedades del daño y la mutación del ADN, se observa que el daño al ADN constituye un problema particular en células que no se dividen o se dividen lentamente, donde el daño no reparado tiende a acumularse con el tiempo. Por otro lado, en células que se dividen rápidamente, el daño al ADN no reparado que no mata la célula bloqueando la replicación tiende a causar errores de replicación y, por lo tanto, mutaciones. La gran mayoría de las mutaciones que no son neutras en su efecto son perjudiciales para la supervivencia celular. Así, en una población de células que componen un tejido con células en replicación, las células mutantes tienden a desaparecer. Sin embargo, las mutaciones poco frecuentes que proporcionan una ventaja de supervivencia tienden a expandirse clonalmente a expensas de las células vecinas en el tejido. Esta ventaja para la célula es desventajosa para todo el organismo, ya que dichas células mutantes pueden dar lugar al cáncer. Por lo tanto, el daño al ADN en células que se dividen frecuentemente, al dar lugar a mutaciones, es una causa importante de cáncer. En contraste, el daño al ADN en células que se dividen poco frecuentemente es probablemente una causa importante del envejecimiento. ^{[ 22 ]}

Se sabe que las células eliminan tres tipos de daño en su ADN mediante su reversión química. Estos mecanismos no requieren una plantilla, ya que los tipos de daño que contrarrestan pueden ocurrir en solo una de las cuatro bases. Dichos mecanismos de reversión directa son específicos para el tipo de daño sufrido y no implican la ruptura del esqueleto fosfodiéster .

1. La formación de dímeros de pirimidina tras la irradiación con luz UV produce un enlace covalente anómalo entre bases de pirimidina adyacentes. El proceso de fotorreactivación revierte directamente este daño mediante la acción de la enzima fotoliasa , cuya activación depende obligatoriamente de la energía absorbida de la luz azul/UV ( longitud de onda de 300–500  nm ) para promover la catálisis. ^{[ 23 ]} La fotoliasa, una enzima antigua presente en bacterias , hongos y la mayoría de los animales , ya no funciona en los humanos, ^{[ 24 ]} quienes en su lugar utilizan la reparación por escisión de nucleótidos para reparar el daño causado por la irradiación UV.
2. Otro tipo de daño, la metilación de las bases de guanina, es revertido directamente por la enzima metilguanina metiltransferasa (MGMT), cuyo equivalente bacteriano se denomina ogt . Este es un proceso costoso porque cada molécula de MGMT solo puede usarse una vez; es decir, la reacción es estequiométrica en lugar de catalítica . ^{[ 25 ]} Una respuesta generalizada a los agentes metilantes en bacterias se conoce como respuesta adaptativa y confiere un nivel de resistencia a los agentes alquilantes tras una exposición prolongada mediante la regulación positiva de las enzimas de reparación de la alquilación. ^{[ 26 ]}
3. El tercer tipo de daño al ADN que las células revierten es cierta metilación de las bases citosina y adenina.

Cuando solo una de las dos hebras de una doble hélice presenta un defecto, la otra hebra puede utilizarse como plantilla para guiar la corrección de la hebra dañada. Para reparar el daño en una de las dos moléculas de ADN apareadas, existen diversos mecanismos de reparación por escisión que eliminan el nucleótido dañado y lo reemplazan por un nucleótido intacto complementario al que se encuentra en la hebra de ADN intacta. ^{[ 25 ]}

1. Reparación por escisión de bases (BER): las bases o nucleótidos individuales dañados se reparan comúnmente eliminando la base o el nucleótido involucrado y luego insertando la base o el nucleótido correcto. En la reparación por escisión de bases, una enzima glicosilasa ^{[ 27 ]} elimina la base dañada del ADN al romper el enlace entre la base y la desoxirribosa. Estas enzimas eliminan una sola base para crear un sitio apurínico o apirimidínico ( sitio AP ). ^{[ 27 ]} Las enzimas llamadas endonucleasas AP cortan la cadena principal del ADN dañado en el sitio AP. La ADN polimerasa luego elimina la región dañada usando su actividad exonucleasa 5' a 3' y sintetiza correctamente la nueva cadena usando la cadena complementaria como molde. ^{[ 27 ]} El hueco es sellado por la enzima ADN ligasa. ^{[ 28 ]}
2. Reparación por escisión de nucleótidos (NER): el daño voluminoso que distorsiona la hélice, como la dimerización de pirimidinas causada por la luz UV, generalmente se repara mediante un proceso de tres pasos. Primero se reconoce el daño, luego las endonucleasas eliminan hebras de ADN de 12 a 24 nucleótidos de longitud tanto aguas arriba como aguas abajo del sitio del daño , y la región de ADN eliminada se resintetiza. ^{[ 29 ]} La NER es un mecanismo de reparación altamente conservado evolutivamente y se utiliza en casi todas las células eucariotas y procariotas. ^{[ 29 ]} En procariotas, la NER está mediada por proteínas Uvr . ^{[ 29 ]} En eucariotas, participan muchas más proteínas, aunque la estrategia general es la misma. ^{[ 29 ]}
3. Los sistemas de reparación de errores de apareamiento están presentes en prácticamente todas las células para corregir errores que no se corrigen mediante la corrección de pruebas . Estos sistemas constan de al menos dos proteínas. Una detecta el error de apareamiento y la otra recluta una endonucleasa que corta la cadena de ADN recién sintetizada cerca de la región dañada. En E. coli , las proteínas implicadas son las de la clase Mut: MutS, MutL y MutH. En la mayoría de los eucariotas, el análogo de MutS es MSH y el análogo de MutL es MLH. MutH solo está presente en bacterias. A esto le sigue la eliminación de la región dañada por una exonucleasa, la resíntesis por la ADN polimerasa y el sellado de la muesca por la ADN ligasa. ^{[ 30 ]}

Las roturas de doble cadena , en las que ambas cadenas de la doble hélice se cortan, son particularmente peligrosas para la célula porque pueden provocar reordenamientos del genoma . De hecho, cuando una rotura de doble cadena va acompañada de un entrecruzamiento que une las dos cadenas en el mismo punto, ninguna de las cadenas puede utilizarse como plantilla para los mecanismos de reparación, por lo que la célula no podrá completar la mitosis en su siguiente división y morirá o, en casos raros, sufrirá una mutación. ^{[ 31 ] [ 32 ]} Existen tres mecanismos para reparar las roturas de doble cadena (DSB): unión de extremos no homólogos (NHEJ), unión de extremos mediada por microhomología (MMEJ) y recombinación homóloga (HR): ^{[ 25 ] [ 33 ]}

1. En NHEJ, la ADN ligasa IV , una ADN ligasa especializada que forma un complejo con el cofactor XRCC4 , une directamente los dos extremos. ^{[ 34 ]} Para guiar una reparación precisa, NHEJ se basa en secuencias homólogas cortas llamadas microhomologías presentes en las colas monocatenarias de los extremos de ADN que se van a unir. Si estos salientes son compatibles, la reparación suele ser precisa. ^{[ 35 ] [ 36 ] [ 37 ] [ 38 ]} NHEJ también puede introducir mutaciones durante la reparación. La pérdida de nucleótidos dañados en el sitio de rotura puede conducir a deleciones, y la unión de extremos no coincidentes forma inserciones o translocaciones. NHEJ es especialmente importante antes de que la célula haya replicado su ADN, ya que no hay una plantilla disponible para la reparación por recombinación homóloga. Hay vías de NHEJ "de respaldo" en eucariotas superiores . ^{[ 39 ]} Además de su función como guardián del genoma, NHEJ es necesario para unir las roturas de doble cadena con extremos en horquilla inducidas durante la recombinación V(D)J , el proceso que genera diversidad en los receptores de células B y células T en el sistema inmunitario de los vertebrados . ^{[ 40 ]}
2. La MMEJ comienza con la resección de extremos de corto alcance por la nucleasa MRE11 a cada lado de una rotura de doble cadena para revelar regiones de microhomología. ^{[ 41 ]} En pasos posteriores, ^{[ 42 ]} se requiere la poli (ADP-ribosa) polimerasa 1 (PARP1) y puede ser un paso temprano en la MMEJ. Hay un emparejamiento de regiones de microhomología seguido del reclutamiento de la endonucleasa 1 específica de la estructura de solapa (FEN1) para eliminar las solapas sobresalientes. Esto es seguido por el reclutamiento de XRCC1 – LIG3 al sitio para ligar los extremos del ADN, lo que da como resultado un ADN intacto. La MMEJ siempre va acompañada de una deleción, por lo que la MMEJ es una vía mutagénica para la reparación del ADN. ^{[ 43 ]}
3. La recombinación homóloga (RH) requiere la presencia de una secuencia idéntica o casi idéntica que sirva de plantilla para la reparación de la rotura. La maquinaria enzimática responsable de este proceso de reparación es prácticamente idéntica a la responsable del entrecruzamiento cromosómico durante la meiosis. Esta vía permite reparar un cromosoma dañado utilizando una cromátida hermana (disponible en la fase G2 tras la replicación del ADN) o un cromosoma homólogo como plantilla. Las roturas de doble cadena (DSB) causadas por la maquinaria de replicación al intentar sintetizar a través de una rotura de cadena simple o una lesión no reparada provocan el colapso de la horquilla de replicación y, por lo general, se reparan mediante recombinación.

En un sistema in vitro , la MMEJ se produjo en células de mamíferos a niveles del 10-20% de la HR cuando también estaban disponibles los mecanismos HR y NHEJ. ^{[ 41 ]}

El extremófilo Deinococcus radiodurans posee una notable capacidad para sobrevivir al daño del ADN causado por la radiación ionizante y otras fuentes. Al menos dos copias del genoma, con roturas aleatorias del ADN, pueden formar fragmentos de ADN mediante hibridación . Estos fragmentos parcialmente superpuestos se utilizan para la síntesis de regiones homólogas a través de un bucle D móvil que puede continuar la extensión hasta encontrar hebras complementarias. En el paso final, se produce el entrecruzamiento mediante recombinación homóloga dependiente de RecA . ^{[ 44 ]}

Las topoisomerasas introducen roturas de cadena simple y doble durante el proceso de modificación del estado de superenrollamiento del ADN , lo cual es especialmente común en regiones cercanas a una horquilla de replicación abierta. Estas roturas no se consideran daño al ADN, ya que constituyen un intermediario natural en el mecanismo bioquímico de la topoisomerasa y son reparadas inmediatamente por las enzimas que las generaron.

Otro tipo de roturas de doble cadena de ADN se origina en sitios termosensibles o termolábiles del ADN. Estos sitios no son roturas de doble cadena iniciales. Sin embargo, se convierten en roturas de doble cadena tras ser expuestos a temperaturas elevadas. La irradiación ionizante puede inducir una forma muy compleja de daño en el ADN, denominada daño agrupado. Consiste en diferentes tipos de lesiones en el ADN ubicadas en diversas posiciones de la hélice del ADN. Algunas de estas lesiones cercanas probablemente se conviertan en roturas de doble cadena al exponerse a altas temperaturas. Sin embargo, aún se desconoce la naturaleza exacta de estas lesiones y sus interacciones. ^{[ 45 ]}

La síntesis de translesión (TLS) es un proceso de tolerancia al daño del ADN que permite a la maquinaria de replicación del ADN replicar más allá de lesiones del ADN como dímeros de timina o sitios AP . ^{[ 46 ]} Implica el cambio de polimerasas de ADN regulares por polimerasas de translesión especializadas (es decir, polimerasa de ADN IV o V, de la familia de la polimerasa Y), a menudo con sitios activos más grandes que pueden facilitar la inserción de bases frente a nucleótidos dañados. Se cree que el cambio de polimerasa está mediado, entre otros factores, por la modificación postraduccional del factor de procesividad de replicación PCNA . Las polimerasas de síntesis de translesión a menudo tienen baja fidelidad (alta propensión a insertar bases incorrectas) en plantillas no dañadas en comparación con las polimerasas regulares. Sin embargo, muchas son extremadamente eficientes en la inserción de bases correctas frente a tipos específicos de daño. Por ejemplo, Pol η media el paso sin errores de lesiones inducidas por irradiación UV , mientras que Pol ι introduce mutaciones en estos sitios. Se sabe que la Pol η añade la primera adenina al fotodímero T^T mediante el apareamiento de bases de Watson-Crick , y la segunda adenina se añade en su conformación syn mediante el apareamiento de bases de Hoogsteen . Desde una perspectiva celular, arriesgarse a introducir mutaciones puntuales durante la síntesis de translesión puede ser preferible a recurrir a mecanismos más drásticos de reparación del ADN, que pueden causar aberraciones cromosómicas graves o la muerte celular. En resumen, el proceso implica polimerasas especializadas que evitan o reparan lesiones en lugares donde la replicación del ADN se ha detenido. Por ejemplo, la ADN polimerasa eta humana puede evitar lesiones complejas del ADN como el entrecruzamiento intracadena guanina-timina, G[8,5-Me]T, aunque puede causar mutaciones dirigidas y semidirigidas. ^{[ 47 ]} Paromita Raychaudhury y Ashis Basu ^{[ 48 ]} estudiaron la toxicidad y mutagénesis de la misma lesión en Escherichia coli replicando un plásmido modificado con G[8,5-Me]T en E. coli con deleciones específicas de ADN polimerasas. La viabilidad fue muy baja en una cepa que carecía de pol II, pol IV y pol V, las tres ADN polimerasas inducibles por SOS, lo que indica que la síntesis de translesión es llevada a cabo principalmente por estas ADN polimerasas especializadas. El antígeno nuclear de células proliferantes (PCNA) proporciona una plataforma de derivación a estas polimerasas. En circunstancias normales, el PCNA unido a las polimerasas replica el ADN. En un sitio de lesión, PCNA es ubiquitinado, o modificado, por las proteínas RAD6/ RAD18 para proporcionar una plataforma para que las polimerasas especializadas eviten la lesión y reanuden la replicación del ADN. ^{[ 49 ] [ 50 ]} Después de la síntesis de translesión, se requiere extensión. Esta extensión puede ser llevada a cabo por una polimerasa replicativa si la TLS está libre de errores, como en el caso de Pol η, pero si la TLS resulta en un desajuste, se necesita una polimerasa especializada para extenderlo; Pol ζ . Pol ζ es única en el sentido de que puede extender desajustes terminales, mientras que las polimerasas más procesivas no pueden. Entonces, cuando se encuentra una lesión, la horquilla de replicación se detendrá, PCNA cambiará de una polimerasa procesiva a una polimerasa TLS como Pol ι para corregir la lesión, luego PCNA puede cambiar a Pol ζ para extender el desajuste, y finalmente PCNA cambiará a la polimerasa procesiva para continuar la replicación.

El empaquetamiento del ADN eucariota en cromatina representa una barrera para todos los procesos basados ​​en ADN que requieren el reclutamiento de enzimas a sus sitios de acción. Para permitir la reparación del ADN, la cromatina debe ser remodelada . En eucariotas, los complejos de remodelación de la cromatina dependientes de ATP y las enzimas modificadoras de histonas son dos factores predominantes empleados para llevar a cabo este proceso de remodelación. ^{[ 52 ]}

La relajación de la cromatina ocurre rápidamente en el sitio de un daño en el ADN. ^{[ 53 ] [ 54 ]} En uno de los primeros pasos, la proteína quinasa activada por estrés, c-Jun N-terminal quinasa (JNK) , fosforila SIRT6 en la serina 10 en respuesta a roturas de doble cadena u otro daño en el ADN. ^{[ 55 ]} Esta modificación postraduccional facilita la movilización de SIRT6 a los sitios de daño en el ADN y es necesaria para el reclutamiento eficiente de la poli (ADP-ribosa) polimerasa 1 (PARP1) a los sitios de rotura del ADN y para la reparación eficiente de las DSB. ^{[ 55 ]} La proteína PARP1 comienza a aparecer en los sitios de daño en el ADN en menos de un segundo, con una acumulación de la mitad del máximo dentro de 1,6 segundos después de que ocurre el daño. ^{[ 56 ]} PARP1 sintetiza cadenas de adenosina difosfato ribosa polimérica (poli (ADP-ribosa) o PAR) en sí misma. A continuación, el remodelador de cromatina ALC1 se une rápidamente al producto de la acción de PARP1, una cadena de poli-ADP ribosa, y ALC1 completa su llegada al daño del ADN en 10 segundos desde que se produce dicho daño. ^{[ 54 ]} Aproximadamente la mitad de la relajación máxima de la cromatina, presumiblemente debida a la acción de ALC1, ocurre en 10 segundos. ^{[ 54 ]} Esto permite entonces el reclutamiento de la enzima de reparación del ADN MRE11 para iniciar la reparación del ADN en 13 segundos. ^{[ 56 ]}

γH2AX, la forma fosforilada de H2AX también participa en los pasos iniciales que conducen a la descondensación de la cromatina después de roturas de doble cadena de ADN. La variante de histona H2AX constituye aproximadamente el 10% de las histonas H2A en la cromatina humana. ^{[ 57 ]} γH2AX (H2AX fosforilada en la serina 139) puede detectarse tan solo 20 segundos después de la irradiación de células (con formación de roturas de doble cadena de ADN), y la mitad de la acumulación máxima de γH2AX ocurre en un minuto. ^{[ 57 ]} La extensión de cromatina con γH2AX fosforilada es de aproximadamente dos millones de pares de bases en el sitio de una rotura de doble cadena de ADN. ^{[ 57 ]} γH2AX no causa, por sí misma, la descondensación de la cromatina, pero dentro de los 30 segundos de la irradiación, la proteína RNF8 puede detectarse asociada con γH2AX. ^{[ 58 ]} RNF8 media una descondensación extensa de la cromatina, a través de su interacción posterior con CHD4 , ^{[ 59 ]} un componente del complejo de remodelación de nucleosomas y desacetilasa NuRD .

DDB2 se presenta en un complejo heterodimérico con DDB1 . Este complejo se une a la proteína ubiquitina ligasa CUL4A ^{[ 60 ]} y a PARP1 ^{[ 61 ]} . Este complejo más grande se asocia rápidamente con el daño inducido por UV dentro de la cromatina, completándose la mitad de la asociación máxima en 40 segundos ^{[ 60 ]} . La proteína PARP1, unida tanto a DDB1 como a DDB2, luego PARila (crea una cadena de poli-ADP ribosa) en DDB2 que atrae a la proteína de remodelación de ADN ALC1 ^{[ 61 ]} . La acción de ALC1 relaja la cromatina en el sitio del daño UV al ADN. Esta relajación permite que otras proteínas en la vía de reparación por escisión de nucleótidos entren en la cromatina y reparen los daños de dímeros de pirimidina de ciclobutano inducidos por UV .

Tras una rápida remodelación de la cromatina , se activan los puntos de control del ciclo celular para permitir la reparación del ADN antes de que este progrese. En primer lugar, dos quinasas , ATM y ATR, se activan entre 5 y 6 minutos después de que el ADN se dañe. A continuación, se produce la fosforilación de la proteína Chk1 , un punto de control del ciclo celular , lo que inicia su función aproximadamente 10 minutos después del daño al ADN. ^{[ 62 ]}

Cuando el ADN sufre daños, la respuesta al daño del ADN (DDR) activa los puntos de control del ciclo celular , que son vías de transducción de señales que bloquean la progresión del ciclo celular en las fases G1, G2 y metafase , y ralentizan la progresión de la fase S. Esto provoca una pausa en el ciclo celular que permite a la célula reparar el daño antes de continuar dividiéndose. Los puntos de control del daño del ADN se producen en los límites G1 / S y G2 / M . También existe un punto de control intra- S .

La activación del punto de control está controlada por dos quinasas maestras : la proteína ATM ( ataxia telangiectasia mutada ) y la proteína ATR ( ataxia telangiectasia y relacionada con Rad3 ). ATM responde a roturas de doble cadena de ADN y alteraciones en la estructura de la cromatina, ^{[ 63 ]} mientras que ATR responde principalmente a horquillas de replicación detenidas . Estas quinasas fosforilan dianas posteriores en una cascada de transducción de señales , lo que finalmente conduce a la detención del ciclo celular.

Las proteínas de punto de control se pueden separar en cuatro grupos: quinasas de proteínas similares a la fosfatidilinositol 3-quinasa (PI3K) , el grupo similar al antígeno nuclear de células proliferantes (PCNA), dos quinasas de serina/treonina (S/T) y sus adaptadores. También se ha identificado una clase de proteínas mediadoras del punto de control que incluye BRCA1 , MDC1 y 53BP1 . ^{[ 64 ]} Estas proteínas parecen ser necesarias para transmitir la señal de activación del punto de control a las proteínas posteriores.

Un elemento central en todas las respuestas de los puntos de control inducidos por el daño al ADN es un par de grandes quinasas de proteínas pertenecientes al primer grupo de quinasas de proteínas tipo PI3K: las quinasas ATM ( Ataxia telangiectasia mutada ) y ATR ( Ataxia telangiectasia y Rad3 relacionada ), cuya secuencia y funciones se han conservado bien a lo largo de la evolución. Toda respuesta al daño del ADN requiere ATM o ATR, ya que tienen la capacidad de unirse a los cromosomas en el sitio del daño al ADN, junto con proteínas accesorias que sirven como plataformas sobre las cuales se pueden ensamblar los componentes de la respuesta al daño del ADN y los complejos de reparación del ADN.

Un objetivo importante de ATM y ATR es p53 , ya que es necesario para inducir la apoptosis tras el daño al ADN. ^{[ 65 ]} El inhibidor de la cinasa dependiente de ciclina p21 es inducido tanto por mecanismos dependientes como independientes de p53 y puede detener el ciclo celular en los puntos de control G1/S y G2/M mediante la desactivación de los complejos ciclina / cinasa dependiente de ciclina . ^{[ 66 ]}

La respuesta SOS son los cambios en la expresión génica en Escherichia coli y otras bacterias en respuesta a un daño extenso en el ADN. El sistema SOS procariótico está regulado por dos proteínas clave: LexA y RecA . El homodímero LexA es un represor transcripcional que se une a secuencias operadoras comúnmente denominadas cajas SOS. En Escherichia coli se sabe que LexA regula la transcripción de aproximadamente 48 genes, incluidos los genes lexA y recA. ^{[ 67 ]} Se sabe que la respuesta SOS está muy extendida en el dominio Bacteria, pero está mayormente ausente en algunos filos bacterianos, como las espiroquetas . ^{[ 68 ]} Las señales celulares más comunes que activan la respuesta SOS son regiones de ADN monocatenario (ssDNA), que surgen de horquillas de replicación detenidas o roturas de doble cadena, que son procesadas por la helicasa de ADN para separar las dos cadenas de ADN. ^{[ 51 ]} En la etapa de iniciación, la proteína RecA se une al ADN monocatenario en una reacción impulsada por la hidrólisis de ATP, creando filamentos de RecA-ADN monocatenario. Estos filamentos activan la actividad autoproteasa de LexA , lo que finalmente conduce a la escisión del dímero de LexA y su posterior degradación. La pérdida del represor LexA induce la transcripción de los genes SOS y permite una mayor inducción de la señal, la inhibición de la división celular y un aumento en los niveles de proteínas responsables del procesamiento del daño.

En Escherichia coli , las cajas SOS son secuencias de 20 nucleótidos cerca de los promotores con estructura palindrómica y un alto grado de conservación de secuencia. En otras clases y filos, la secuencia de las cajas SOS varía considerablemente, con diferente longitud y composición, pero siempre está altamente conservada y es una de las señales cortas más fuertes en el genoma. ^{[ 68 ]} El alto contenido de información de las cajas SOS permite la unión diferencial de LexA a diferentes promotores y permite la sincronización de la respuesta SOS. Los genes de reparación de lesiones se inducen al comienzo de la respuesta SOS. Las polimerasas de translesión propensas a errores, por ejemplo, UmuCD'2 (también llamada ADN polimerasa V), se inducen más tarde como último recurso. ^{[ 69 ]} Una vez que el daño del ADN se repara o se sortea mediante polimerasas o a través de la recombinación, la cantidad de ADN monocatenario en las células disminuye, lo que reduce la cantidad de filamentos de RecA, disminuye la actividad de escisión del homodímero LexA, que luego se une a las cajas SOS cerca de los promotores y restaura la expresión génica normal.

Las células eucariotas expuestas a agentes que dañan el ADN también activan importantes vías defensivas al inducir múltiples proteínas involucradas en la reparación del ADN, el control de los puntos de control del ciclo celular , el tráfico de proteínas y la degradación. Esta respuesta transcripcional a nivel genómico es muy compleja y está estrictamente regulada, lo que permite una respuesta global coordinada al daño. La exposición de la levadura Saccharomyces cerevisiae a agentes que dañan el ADN da como resultado perfiles transcripcionales superpuestos pero distintos. Las similitudes con la respuesta al choque ambiental indican que existe una vía general de respuesta al estrés global a nivel de activación transcripcional. En contraste, los diferentes tipos de células humanas responden al daño de manera diferente, lo que indica la ausencia de una respuesta global común. La explicación probable de esta diferencia entre las células de levadura y las humanas puede estar en la heterogeneidad de las células de los mamíferos . En un animal, los diferentes tipos de células se distribuyen entre diferentes órganos que han desarrollado diferentes sensibilidades al daño del ADN. ^{[ 70 ]}

En general, la respuesta global al daño del ADN implica la expresión de múltiples genes responsables de la reparación postreplicativa , la recombinación homóloga, la reparación por escisión de nucleótidos, el punto de control del daño del ADN , la activación transcripcional global, los genes que controlan la degradación del ARNm y muchos otros. Una gran cantidad de daño en una célula la obliga a tomar una decisión importante: sufrir apoptosis y morir, o sobrevivir a costa de vivir con un genoma modificado. Un aumento en la tolerancia al daño puede conducir a una mayor tasa de supervivencia que permitirá una mayor acumulación de mutaciones. La Rev1 de levadura y la polimerasa η humana son miembros de las polimerasas de ADN de translesión de la familia Y presentes durante la respuesta global al daño del ADN y son responsables de la mutagénesis mejorada durante dicha respuesta en eucariotas. ^{[ 51 ]}

Los animales de experimentación con deficiencias genéticas en la reparación del ADN a menudo muestran una menor esperanza de vida y una mayor incidencia de cáncer. ^{[ 22 ]} Por ejemplo, los ratones deficientes en la vía dominante NHEJ y en los mecanismos de mantenimiento de los telómeros contraen linfoma e infecciones con mayor frecuencia y, como consecuencia, tienen una esperanza de vida más corta que los ratones de tipo silvestre. ^{[ 71 ]} De manera similar, los ratones deficientes en una proteína clave de reparación y transcripción que desenrolla las hélices del ADN tienen un inicio prematuro de enfermedades relacionadas con el envejecimiento y, por consiguiente, una menor esperanza de vida. ^{[ 72 ]} Sin embargo, no todas las deficiencias en la reparación del ADN producen exactamente los efectos predichos; los ratones deficientes en la vía NER exhibieron una menor esperanza de vida sin tasas de mutación correspondientemente más altas. ^{[ 73 ]}

La esperanza de vida máxima de los ratones , las ratas topo desnudas y los humanos es de aproximadamente 3, 30 y 129 años, respectivamente. ^{[ 74 ]} De estas, la especie más longeva, el ratón, expresa genes de reparación del ADN, incluidos genes centrales en varias vías de reparación del ADN, a un nivel inferior que los humanos y las ratas topo desnudas. ^{[ 74 ]} Además, varias vías de reparación del ADN en humanos y ratas topo desnudas están reguladas positivamente en comparación con el ratón. Estas observaciones sugieren que una mayor reparación del ADN facilita una mayor longevidad . ^{[ 74 ]}

Si la tasa de daño del ADN excede la capacidad de la célula para repararlo, la acumulación de errores puede sobrecargar la célula y provocar senescencia prematura, apoptosis o cáncer. Las enfermedades hereditarias asociadas con un funcionamiento defectuoso de la reparación del ADN dan lugar a envejecimiento prematuro, ^{[ 22 ]} mayor sensibilidad a los carcinógenos y, en consecuencia, mayor riesgo de cáncer (véase más adelante ). Por otro lado, los organismos con sistemas de reparación del ADN mejorados, como Deinococcus radiodurans , el organismo conocido más resistente a la radiación, exhiben una notable resistencia a los efectos de la radiactividad que inducen roturas de doble cadena , probablemente debido a una mayor eficiencia de la reparación del ADN y, especialmente, de la NHEJ. ^{[ 75 ]}

Se han identificado varios genes individuales que influyen en las variaciones de la esperanza de vida dentro de una población de organismos. Los efectos de estos genes dependen en gran medida del entorno, en particular, de la dieta del organismo. La restricción calórica produce de forma reproducible una mayor esperanza de vida en diversos organismos, probablemente a través de vías de detección de nutrientes y una disminución de la tasa metabólica . Los mecanismos moleculares por los que dicha restricción produce una mayor esperanza de vida aún no están claros (véase ^{[ 76 ]} para más información); sin embargo, el comportamiento de muchos genes que se sabe que participan en la reparación del ADN se altera en condiciones de restricción calórica. Se ha demostrado que varios agentes con propiedades antienvejecimiento atenúan el nivel constitutivo de señalización de mTOR , una evidencia de reducción de la actividad metabólica , y, simultáneamente, reducen el nivel constitutivo de daño en el ADN inducido por especies reactivas de oxígeno generadas endógenamente. ^{[ 77 ]}

Por ejemplo, aumentar la dosis génica del gen SIR-2, que regula el empaquetamiento del ADN en el nematodo Caenorhabditis elegans , puede prolongar significativamente la vida útil. ^{[ 78 ]} Se sabe que el homólogo de SIR-2 en mamíferos induce factores de reparación del ADN posteriores involucrados en NHEJ, una actividad que se promueve especialmente en condiciones de restricción calórica. ^{[ 79 ]} La restricción calórica se ha relacionado estrechamente con la tasa de reparación por escisión de bases en el ADN nuclear de roedores, ^{[ 80 ]} aunque no se han observado efectos similares en el ADN mitocondrial. ^{[ 81 ]}

El gen AGE-1 de C. elegans , un efector ascendente de las vías de reparación del ADN, confiere una longevidad drásticamente prolongada en condiciones de alimentación libre, pero conlleva una disminución de la aptitud reproductiva en condiciones de restricción calórica. ^{[ 82 ]} Esta observación apoya la teoría de la pleiotropía sobre los orígenes biológicos del envejecimiento , que sugiere que los genes que confieren una gran ventaja de supervivencia al principio de la vida serán seleccionados incluso si conllevan una desventaja correspondiente al final de la vida.

Los defectos en el mecanismo NER son responsables de varios trastornos genéticos, entre ellos:

• Xeroderma pigmentoso : hipersensibilidad a la luz solar/UV, que resulta en una mayor incidencia de cáncer de piel y envejecimiento prematuro.
• Síndrome de Cockayne : hipersensibilidad a los rayos UV y a los agentes químicos.
• Tricotodistrofia : piel sensible, cabello y uñas quebradizas.

La discapacidad intelectual suele acompañar a los dos últimos trastornos, lo que sugiere una mayor vulnerabilidad de las neuronas en desarrollo.

Otros trastornos de reparación del ADN incluyen:

• Síndrome de Werner : envejecimiento prematuro y retraso del crecimiento.
• Síndrome de Bloom : hipersensibilidad a la luz solar, alta incidencia de neoplasias malignas (especialmente leucemias ).
• Ataxia telangiectasia : sensibilidad a la radiación ionizante y a algunos agentes químicos.

Todas las enfermedades mencionadas anteriormente suelen denominarse " progerias segmentarias " (" enfermedades de envejecimiento acelerado ") porque los afectados aparentan ser ancianos y experimentan enfermedades relacionadas con el envejecimiento a una edad anormalmente temprana, sin manifestar todos los síntomas de la vejez.

Otras enfermedades asociadas con una función reducida de reparación del ADN incluyen la anemia de Fanconi , el cáncer de mama hereditario y el cáncer de colon hereditario .

Estudios han demostrado que la respuesta al daño del ADN actúa como una barrera para la transformación maligna de células preneoplásicas. ^{[ 89 ]} Estudios iniciales han mostrado una respuesta elevada al daño del ADN en modelos de cultivo celular con activación de oncogenes , ^{[ 90 ]} y adenomas de colon preneoplásicos. ^{[ 91 ]} Los mecanismos de respuesta al daño del ADN desencadenan la detención del ciclo celular e intentan reparar las lesiones del ADN o promover la muerte celular/senescencia si la reparación no es posible. El estrés de replicación se observa en células preneoplásicas debido al aumento de las señales de proliferación por mutaciones oncogénicas. El estrés de replicación se caracteriza por: aumento de la iniciación/activación de orígenes de replicación; aumento de la transcripción y colisiones de complejos transcripción-replicación; deficiencia de nucleótidos; aumento de especies reactivas de oxígeno (ROS). ^{[ 92 ]}

El estrés de replicación, junto con la selección de mutaciones inactivadoras en genes de respuesta al daño del ADN en la evolución del tumor, ^{[ 93 ]} conduce a la regulación negativa y/o pérdida de algunos mecanismos de respuesta al daño del ADN y, por lo tanto, a la pérdida de la reparación del ADN y/o senescencia/muerte celular programada. En modelos experimentales de ratones, se observó la pérdida de la senescencia celular mediada por la respuesta al daño del ADN después de usar un ARN de horquilla corta (shRNA) para inhibir la quinasa de respuesta a roturas de doble cadena ataxia telangiectasia ( ATM ), lo que condujo a un aumento del tamaño del tumor y la invasividad. ^{[ 91 ]} Los humanos que nacen con defectos hereditarios en los mecanismos de reparación del ADN (por ejemplo, síndrome de Li-Fraumeni ) tienen un mayor riesgo de cáncer. ^{[ 94 ]}

La prevalencia de mutaciones en la respuesta al daño del ADN difiere entre los tipos de cáncer; por ejemplo, el 30% de los carcinomas invasivos de mama tienen mutaciones en genes involucrados en la recombinación homóloga. ^{[ 89 ]} En el cáncer, se observa una regulación negativa en todos los mecanismos de respuesta al daño del ADN (reparación por escisión de bases (BER), reparación por escisión de nucleótidos (NER), reparación de errores de apareamiento del ADN (MMR), reparación por recombinación homóloga (HR), unión de extremos no homólogos (NHEJ) y síntesis de ADN translesional (TLS). ^{[ 95 ]} Además de las mutaciones en los genes de reparación del daño del ADN, también surgen mutaciones en los genes responsables de detener el ciclo celular para permitir tiempo suficiente para que ocurra la reparación del ADN, y algunos genes están involucrados tanto en la reparación del daño del ADN como en el control del punto de control del ciclo celular, por ejemplo ATM y la quinasa de punto de control 2 (CHEK2), un supresor tumoral que a menudo está ausente o regulado negativamente en el cáncer de pulmón de células no pequeñas. ^{[ 96 ]}

Tradicionalmente, el cáncer se ha considerado un conjunto de enfermedades causadas por anomalías genéticas progresivas, que incluyen mutaciones en genes supresores de tumores y oncogenes, así como aberraciones cromosómicas. Sin embargo, se ha hecho evidente que el cáncer también está impulsado por alteraciones epigenéticas . ^{[ 97 ]}

Las alteraciones epigenéticas se refieren a modificaciones funcionalmente relevantes del genoma que no implican un cambio en la secuencia de nucleótidos. Ejemplos de tales modificaciones son los cambios en la metilación del ADN (hipermetilación e hipometilación) y la modificación de histonas , ^{[ 98 ]} cambios en la arquitectura cromosómica (causados ​​por la expresión inapropiada de proteínas como HMGA2 o HMGA1 ) ^{[ 99 ]} y cambios causados ​​por microARN . Cada una de estas alteraciones epigenéticas sirve para regular la expresión génica sin alterar la secuencia de ADN subyacente . Estos cambios generalmente permanecen a través de las divisiones celulares , duran durante múltiples generaciones celulares y pueden considerarse epimutaciones (equivalentes a mutaciones).

Aunque se encuentran numerosas alteraciones epigenéticas en los cánceres, las alteraciones epigenéticas en los genes de reparación del ADN, que provocan una expresión reducida de las proteínas de reparación del ADN, parecen ser particularmente importantes. Se cree que dichas alteraciones ocurren en las primeras etapas de la progresión del cáncer y son una causa probable de la inestabilidad genética característica de los cánceres. ^{[ 100 ] [ 101 ] [ 102 ]} Además de la metilación directa del promotor o el silenciamiento asociado a histonas de los genes de reparación, los defectos en los complejos de remodelación de la cromatina también pueden afectar la capacidad de reparación del ADN. En particular, se ha demostrado que los complejos de remodelación de la cromatina SWI/SNF participan en la reparación de roturas de doble cadena del ADN al promover tanto la recombinación homóloga (HR) como la unión de extremos no homólogos (NHEJ). Estos complejos facilitan la reparación del ADN al regular la accesibilidad de la cromatina en los sitios de daño y al permitir el reclutamiento de factores de reparación esenciales, incluidos RAD51, KU70 y KU80, a las roturas de doble cadena. Estos mecanismos basados ​​en la cromatina ilustran cómo la desregulación epigenética puede afectar directamente las vías de reparación del ADN celular y contribuir a la inestabilidad genómica. ^{[ 103 ]}

La expresión reducida de los genes de reparación del ADN provoca una reparación deficiente del ADN. Cuando la reparación del ADN es deficiente, los daños en el ADN permanecen en las células a un nivel superior al habitual, y estos daños excesivos provocan un aumento en la frecuencia de mutaciones o epimutaciones. Las tasas de mutación aumentan sustancialmente en células defectuosas en la reparación de errores de apareamiento del ADN ^{[ 104 ] [ 105 ]} o en la reparación por recombinación homóloga (HRR). ^{[ 106 ]} Los reordenamientos cromosómicos y la aneuploidía también aumentan en células defectuosas en HRR. ^{[ 107 ]}

Los niveles elevados de daño en el ADN no solo provocan un aumento de las mutaciones, sino también de la epimutación. Durante la reparación de roturas de doble cadena del ADN, o la reparación de otros daños en el ADN, los sitios de reparación que no se limpian completamente pueden provocar el silenciamiento epigenético de genes. ^{[ 108 ] [ 109 ]}

La expresión deficiente de proteínas de reparación del ADN debido a una mutación hereditaria puede aumentar el riesgo de cáncer. Las personas con una alteración hereditaria en cualquiera de los 34 genes de reparación del ADN (véase el artículo Trastorno por deficiencia en la reparación del ADN ) tienen un mayor riesgo de cáncer, y algunos defectos pueden causar hasta un 100 % de probabilidad de padecerlo a lo largo de la vida (por ejemplo, mutaciones en p53). ^{[ 110 ]} Sin embargo, estas mutaciones de la línea germinal (que causan síndromes de cáncer de alta penetrancia) son la causa de solo alrededor del 1 % de los cánceres. ^{[ 111 ]}

Las deficiencias en las enzimas de reparación del ADN son causadas ocasionalmente por una mutación somática de reciente aparición en un gen de reparación del ADN, pero son mucho más frecuentes por alteraciones epigenéticas que reducen o silencian la expresión de los genes de reparación del ADN. Por ejemplo, cuando se examinaron secuencialmente 113 cánceres colorrectales, solo cuatro tenían una mutación de sentido erróneo en el gen de reparación del ADN MGMT , mientras que la mayoría tenía una expresión reducida de MGMT debido a la metilación de la región promotora de MGMT (una alteración epigenética). ^{[ 112 ]} Cinco estudios diferentes encontraron que entre el 40% y el 90% de los cánceres colorrectales tienen una expresión reducida de MGMT debido a la metilación de la región promotora de MGMT. ^{[ 113 ] [ 114 ] [ 115 ] [ 116 ] [ 117 ]}

De manera similar, de 119 casos de cánceres colorrectales con deficiencia en la reparación de errores de emparejamiento que carecían de la expresión del gen de reparación del ADN PMS2 , la deficiencia de PMS2 se debió a mutaciones en el gen PMS2 en 6 casos, mientras que en 103 casos la expresión de PMS2 fue deficiente porque su pareja de emparejamiento MLH1 fue reprimida debido a la metilación del promotor (la proteína PMS2 es inestable en ausencia de MLH1). ^{[ 118 ]} En los otros 10 casos, la pérdida de la expresión de PMS2 probablemente se debió a la sobreexpresión epigenética del microARN miR -155 , que regula negativamente MLH1. ^{[ 119 ]}

En otro ejemplo, se encontraron defectos epigenéticos en varios cánceres (por ejemplo, de mama, ovario, colorrectal y cabeza y cuello). Dos o tres deficiencias en la expresión de ERCC1 , XPF o PMS2 ocurren simultáneamente en la mayoría de los 49 cánceres de colon evaluados por Facista et al. ^{[ 120 ]}

El cuadro de esta sección muestra algunos agentes que dañan el ADN con frecuencia, ejemplos de las lesiones que provocan y las vías que intervienen en la reparación de estos daños. Al menos 169 enzimas participan directamente en la reparación del ADN o influyen en los procesos de reparación. ^{[ 121 ]} De estas, 83 participan directamente en la reparación de los 5 tipos de daños en el ADN que se ilustran en el cuadro.

Algunos de los genes más estudiados, fundamentales para estos procesos de reparación, se muestran en el gráfico. Las designaciones de genes mostradas en rojo, gris o cian indican genes frecuentemente alterados epigenéticamente en diversos tipos de cáncer. Los artículos de Wikipedia sobre cada uno de los genes resaltados en rojo, gris o cian describen la(s) alteración(es) epigenética(s) y el(los) cáncer(s) en los que se encuentran estas epimutaciones. Artículos de revisión ^{[ 122 ]} y artículos de estudios experimentales amplios ^{[ 123 ] [ 124 ]} también documentan la mayoría de estas deficiencias epigenéticas en la reparación del ADN en cánceres.

Los genes resaltados en rojo suelen estar reducidos o silenciados por mecanismos epigenéticos en diversos tipos de cáncer. Cuando estos genes presentan una expresión baja o nula, pueden acumularse daños en el ADN. Los errores de replicación que superan estos daños (véase síntesis translesional ) pueden provocar un aumento de las mutaciones y, en última instancia, cáncer. La represión epigenética de los genes de reparación del ADN en las vías de reparación del ADN adecuadas parece ser fundamental para la carcinogénesis .

Los dos genes resaltados en gris, RAD51 y BRCA2 , son necesarios para la reparación por recombinación homóloga . En ciertos tipos de cáncer, a veces se sobreexpresan epigenéticamente y otras veces se subexpresan. Como se indica en los artículos de Wikipedia sobre RAD51 y BRCA2 , estos cánceres suelen presentar deficiencias epigenéticas en otros genes de reparación del ADN. Estas deficiencias probablemente causarían un aumento de los daños en el ADN que no se reparan. La sobreexpresión de RAD51 y BRCA2 observada en estos cánceres podría reflejar presiones selectivas para una sobreexpresión compensatoria de RAD51 o BRCA2 y un aumento de la reparación por recombinación homóloga para, al menos parcialmente, abordar dichos daños en el ADN. En los casos en que RAD51 o BRCA2 se subexpresan, esto mismo provocaría un aumento de los daños en el ADN que no se reparan. Los errores de replicación que se produzcan tras estos daños (véase la síntesis translesional ) podrían provocar un aumento de las mutaciones y del cáncer, de modo que la subexpresión de RAD51 o BRCA2 sería cancerígena en sí misma.

Los genes resaltados en cian participan en la vía de unión de extremos mediada por microhomología (MMEJ) y se encuentran sobreexpresados ​​en el cáncer. MMEJ es una vía de reparación adicional, propensa a errores e imprecisa, para roturas de doble cadena. En la reparación MMEJ de una rotura de doble cadena, una homología de 5 a 25 pares de bases complementarias entre ambas hebras emparejadas es suficiente para alinearlas, pero generalmente se presentan extremos no coincidentes (solapas). MMEJ elimina los nucleótidos adicionales (solapas) donde se unen las hebras y luego las liga para crear una doble hélice de ADN intacta. MMEJ casi siempre implica al menos una pequeña deleción, por lo que es una vía mutagénica. ^{[ 33 ]} FEN1 , la endonucleasa de solapa en MMEJ, se incrementa epigenéticamente por hipometilación del promotor y se sobreexpresa en la mayoría de los cánceres de mama, ^{[ 125 ]} próstata, ^{[ 126 ]} estómago, ^{[ 127 ] [ 128 ]} neuroblastomas, ^{[ 129 ]} páncreas, ^{[ 130 ]} y pulmón. ^{[ 131 ]} PARP1 también se sobreexpresa cuando su región promotora sitio ETS está epigenéticamente hipometilada, y esto contribuye a la progresión al cáncer de endometrio ^{[ 132 ]} y al cáncer de ovario seroso con mutación BRCA. ^{[ 133 ]} Otros genes en la vía MMEJ también se sobreexpresan en varios cánceres (ver MMEJ para resumen), y también se muestran en cian.

La actividad diferencial de las vías de reparación del ADN en diversas regiones del genoma humano provoca que las mutaciones se distribuyan de forma muy desigual dentro de los genomas tumorales. ^{[ 134 ] [ 135 ]} En particular, las regiones del genoma humano ricas en genes y de replicación temprana presentan frecuencias de mutación más bajas que la heterocromatina pobre en genes y de replicación tardía . Un mecanismo subyacente a esto implica la modificación de histonas H3K36me3 , que puede reclutar proteínas de reparación de errores de apareamiento , ^{[ 136 ]} reduciendo así las tasas de mutación en las regiones marcadas con H3K36me3 . ^{[ 137 ]} Otro mecanismo importante se refiere a la reparación por escisión de nucleótidos , que puede ser reclutada por la maquinaria de transcripción, reduciendo las tasas de mutación somática en genes activos ^{[ 135 ]} y otras regiones de cromatina abierta. ^{[ 138 ]}

En estado estacionario (con daños endógenos que ocurren y se reparan), hay aproximadamente 2400 guaninas dañadas oxidativamente que forman 8-oxo-2'-desoxiguanosina (8-OHdG) en el ADN de la célula de mamífero promedio. ^{[ 139 ]} 8-OHdG constituye aproximadamente el 5% de los daños oxidativos comúnmente presentes en el ADN. ^{[ 140 ]} Las guaninas oxidadas no ocurren aleatoriamente entre todas las guaninas en el ADN. Hay una preferencia de secuencia para la guanina en un sitio CpG metilado (una citosina seguida de guanina en su dirección 5' → 3' y donde la citosina está metilada (5-mCpG)). ^{[ 141 ]} Un sitio 5-mCpG tiene el potencial de ionización más bajo para la oxidación de la guanina.

La guanina oxidada tiene potencial de apareamiento erróneo y es mutagénica. ^{[ 143 ]} La oxoguanina glicosilasa (OGG1) es la enzima principal responsable de la escisión de la guanina oxidada durante la reparación del ADN. La OGG1 encuentra y se une a un 8-OHdG en pocos segundos. ^{[ 144 ]} Sin embargo, la OGG1 no escinde inmediatamente el 8-OHdG. En células HeLa, la eliminación de la mitad del 8-OHdG máximo ocurre en 30 minutos, ^{[ 145 ]} y en ratones irradiados, los 8-OHdG inducidos en el hígado del ratón se eliminan con una vida media de 11 minutos. ^{[ 140 ]}

Cuando OGG1 está presente en una guanina oxidada dentro de un sitio CpG metilado , recluta a TET1 a la lesión 8-OHdG (véase la figura). Esto permite que TET1 desmetile una citosina metilada adyacente. ^{[ 146 ]} La desmetilación de la citosina es una alteración epigenética. ^{[ 147 ]}

Como ejemplo, cuando las células epiteliales mamarias humanas fueron tratadas con H₂O₂ durante _seis horas, el 8-OHdG aumentó aproximadamente 3,5 veces en el ADN y esto causó aproximadamente un 80% de desmetilación de las 5-metilcitosinas en el genoma. _[ ^{142 ] La} desmetilación de CpG en un promotor de genes por la actividad de la enzima TET aumenta la transcripción del gen en ARN mensajero. ^{[ 148 ]} En células tratadas con _H₂O₂ , se examinó un gen en particular, BACE1 . ^{[ 142 ]} El nivel de metilación de la isla CpG de BACE1 _se redujo (una alteración epigenética) y esto permitió un aumento de aproximadamente 6,5 veces en la expresión del ARN mensajero de BACE1 .

Si bien la incubación de seis horas con _H₂O₂ provoca una considerable desmetilación de los sitios 5-mCpG, tiempos más cortos de incubación con H₂O₂ parecen promover otras alteraciones epigenéticas. El tratamiento de las células con H₂O₂ _{durante 30 minutos} hace _{que el heterodímero de} proteínas de reparación de errores de emparejamiento MSH2-MSH6 reclute la ADN metiltransferasa 1 (DNMT1) a sitios de algunos tipos de daño oxidativo del ADN. ^{[ 149 ]} Esto podría causar una mayor metilación de las citosinas (alteraciones epigenéticas) en estas ubicaciones.

Jiang et al. ^{[ 150 ]} trataron células HEK 293 con agentes que causan daño oxidativo al ADN ( bromato de potasio (KBrO3) o cromato de potasio (K2CrO4)). La reparación por escisión de bases (BER) del daño oxidativo ocurrió con la enzima de reparación del ADN polimerasa beta localizada en guaninas oxidadas. La polimerasa beta es la principal polimerasa humana en la BER de parche corto del daño oxidativo al ADN. Jiang et al. ^{[ 150 ]} también encontraron que la polimerasa beta reclutó la proteína ADN metiltransferasa DNMT3b a los sitios de reparación de BER. Luego evaluaron el patrón de metilación a nivel de nucleótido único en una pequeña región de ADN que incluía la región promotora y la región de transcripción temprana del gen BRCA1 . El daño oxidativo al ADN por bromato moduló el patrón de metilación del ADN (causando alteraciones epigenéticas) en sitios CpG dentro de la región de ADN estudiada. En las células no tratadas, los CpG ubicados en −189, −134, −29, −19, +16 y +19 del gen BRCA1 presentaban citosinas metiladas (donde la numeración parte del sitio de inicio de la transcripción del ARN mensajero , y los números negativos indican nucleótidos en la región promotora corriente arriba ). La oxidación inducida por el tratamiento con bromato provocó la pérdida de la metilación de la citosina en −189, −134, +16 y +19, y también condujo a la formación de nueva metilación en los CpG ubicados en −80, −55, −21 y +8 después de que se permitió la reparación del ADN.

Al menos cuatro artículos informan sobre el reclutamiento de la ADN metiltransferasa 1 (DNMT1) a los sitios de roturas de doble cadena de ADN. ^{[ 151 ] [ 152 ] [ 108 ] [ 153 ]} Durante la reparación por recombinación homóloga (HR) de la rotura de doble cadena, la participación de DNMT1 hace que las dos hebras de ADN reparadas tengan diferentes niveles de citosinas metiladas. Una hebra se metila frecuentemente en aproximadamente 21 sitios CpG corriente abajo de la rotura de doble cadena reparada. La otra hebra de ADN pierde metilación en aproximadamente seis sitios CpG que estaban previamente metilados corriente abajo de la rotura de doble cadena, así como pierde metilación en aproximadamente cinco sitios CpG que estaban previamente metilados corriente arriba de la rotura de doble cadena. Cuando el cromosoma se replica, esto da lugar a un cromosoma hijo que está fuertemente metilado corriente abajo del sitio de rotura anterior y otro que no está metilado en la región tanto corriente arriba como corriente abajo del sitio de rotura anterior. Con respecto al gen que se rompió por la rotura de doble cadena, la mitad de las células hijas expresan ese gen a un nivel alto y en la otra mitad la expresión de ese gen se reprime. Cuando se mantuvieron clones de estas células durante tres años, los nuevos patrones de metilación se mantuvieron durante ese período. ^{[ 154 ]}

En ratones con una inserción de recombinación dirigida por homología mediada por CRISPR en su genoma, se observó un gran número de metilaciones aumentadas de sitios CpG dentro de la inserción asociada a la rotura de doble cadena. ^{[ 155 ]}

La reparación de una rotura de doble cadena mediante unión de extremos no homólogos (NHEJ) puede causar un pequeño número de desmetilaciones de metilaciones de ADN de citosina preexistentes aguas abajo de la rotura de doble cadena reparada. ^{[ 152 ]} Un trabajo posterior de Allen et al. ^{[ 156 ]} mostró que la NHEJ de una rotura de doble cadena de ADN en una célula podría dar lugar a que algunas células hijas tengan una expresión reprimida del gen que contiene la rotura de doble cadena inicial y otras tengan una alta expresión de ese gen debido a alteraciones epigenéticas asociadas con la reparación NHEJ. La frecuencia de alteraciones epigenéticas que causan la represión de un gen después de una reparación NHEJ de una rotura de doble cadena de ADN en ese gen puede ser de aproximadamente el 0,9 %. ^{[ 108 ]}

En algunas ocasiones, el daño al ADN no se repara o se repara mediante un mecanismo propenso a errores que resulta en un cambio de la secuencia original. Cuando esto ocurre, las mutaciones pueden propagarse a los genomas de la progenie celular. Si tal evento ocurre en una célula de la línea germinal que eventualmente producirá un gameto , la mutación tiene el potencial de transmitirse a la descendencia del organismo. La tasa de evolución en una especie particular (o en un gen particular) es función de la tasa de mutación. En consecuencia, la tasa y la precisión de los mecanismos de reparación del ADN influyen en el proceso de cambio evolutivo. ^{[ 159 ]} La protección y reparación del daño al ADN no influye en la tasa de adaptación por regulación génica y por recombinación y selección de alelos. Por otro lado, la reparación y protección del daño al ADN sí influye en la tasa de acumulación de mutaciones irreparables, ventajosas, que expanden el código y son heredables, y ralentiza el mecanismo evolutivo para la expansión del genoma de organismos con nuevas funcionalidades. La tensión entre la capacidad de evolución y la reparación y protección de mutaciones requiere una mayor investigación.